i 
 
 
 
 
INSTITUTO OSWALDO CRUZ 
Pós-Graduação em Biologia Celular e Molecular 
 
 
 
NORATH NATALIA GONZÁLEZ CABALLERO 
 
 
 
Caracterização de sequencias de ESTs e proteômica da glândula de feromônio 
de Lutzomyia longipalpis (Diptera:Psychodidae). 
 
 
 
 
Tese apresentada ao Instituto Oswaldo Cruz como 
parte dos requisitos para obtenção do título de Doutor 
em Biologia Celular e Molecular 
 
 
 
Orientador (es): Dr. Reginaldo Peçanha Brazil 
                                     Dra. Patricia Cuervo   
 
 
 
 
 
RIO DE JANEIRO 
2013 
  
 
 
 
ii 
 
 
 
INSTITUTO OSWALDO CRUZ 
Pós-Graduação em Biologia Celular e Molecular 
 
 
 
NORATH NATALIA GONZÁLEZ CABALLERO 
  
 
 
 
  
Caracterização de sequencias de ESTs e proteômica da glândula de 
feromônio de Lutzomyia longipalpis (Diptera:Psychodidae). 
 
 
 
 
ORIENTADOR (ES): Dr. Reginaldo Peçanha Brazil 
                                   Dra. Patricia Cuervo 
 
 
 
Aprovada em: _21_/_05_/_2013_ 
 
EXAMINADORES:  
Dr.        André Pitaluga - Presidente 
Dra.      Denise Dias 
Dra.      Mara Pinto 
Dra.      Daniele Pereira de Castro – suplente 
Dr.        José Batista de Jesus - suplente 
  
 Rio de Janeiro, 21 de maio de 2013 
 
iii 
 
Dedicatória 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
    A mamá, quien desde siempre alienta con amor incondicional cada paso que doy…. 
A papá, quien inspiró coraje, resistencia y amor a mi caminar. 
 
iv 
 
Agradecimentos 
 
Ao Programa de Estudante-Convênio de Pós-Graduação (PEC-PG) e por intermédio 
deste, aos órgãos de fomento cientifico CAPES e CNPQ pela oportunidade de realizar meus 
estudos de pós-graduação no Brasil. 
Ao programa de pós-graduação em Biologia Celular e Molecular pela orientação 
acadêmica nestes anos. Especialmente, a seus funcionários pela ajuda constante perante os 
órgãos de fomento e àqueles que permitiram meus estudos no Brasil. 
Ao Dr Reginaldo Brazil, meu orientador desde o mestrado, pela confiança e constante 
apoio nestes anos de trabalho. O senhor não só me abriu as portas da sua equipe de trabalho, 
mas também me mostrou caminhos que jamais imaginei percorrer. Sob sua orientação adquiri 
muito mais do que treinamento profissional e amadurecimento cientifico, levo comigo 
ensinamentos valiosos que lembrarei com imensa gratidão.  
À Dra Patricia Cuervo pelo voto de confiança e o apoio que foram cruciais para a 
finalização desta tese. Este período trabalhando juntas foi muito precioso não apenas na 
minha formação acadêmica, mas também como pessoa. Sempre serei muito grata por tudo. 
Às minhas amigas: Marcela, Andressa, Caroline, Rozana, Cecília, e Danielle, graças a 
vocês a minha experiência no Rio tem sido única e inesquecível. Vocês estiveram sempre em 
todos os momentos, me ensinaram, me apoiaram me ajudaram e acompanharam. Muito 
obrigada meninas! 
Aos meus colegas do laboratório de Bioquímica e Fisiologia de Insetos; Severino, 
Márcia, Raquel, Maiara, Fernando, Hector e Samara pelo companheirismo e a amizade. 
Aos meus amigos Nathalia, Camilinha, Monica, Léo, Andrés, André e Geovane pela 
força, estímulo e a ajuda que foram fundamentais neste período de aprendizado. 
Ao Dr Eloi Garcia pelos ensinamentos e apoio de sempre. 
À Dra Patricia de Azambuja por ter me recebido no seu laboratório e me apoiado 
continuamente. 
Aos companheiros na manutenção da colônia de insetos, especialmente ao Francisco 
pelo auxílio indispensável sem o qual esta dissertação não andaria.  
À minha avó que com suas orações me acompanhou em todos os momentos. 
A meus familiares que estiveram sempre comigo apoiando-me, especialmente a meus 
irmãos que mesmo desde longe estão sempre me incentivando em cada desafio. 
A meus amigos fora do Brasil que estão sempre na torcida e também no meu coração. 
v 
 
A minha amiga Olga Recalde cuja ajuda foi muito importante para a finalização desta 
tese. 
Agradeço especialmente ao meu marido Victor, por toda a ajuda, e o estímulo 
incondicional em todos os momentos.  
E finalmente, a todos os que de alguma forma deram a sua contribuição para que esta 
dissertação fosse realizada... lhes deixo aqui o meu agradecimento sincero. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
vi 
 
 
Epígrafe 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
Há homens que lutam um dia e são bons, há outros que lutam um ano e são melhores, 
há os que lutam muitos anos e são muito bons. Mas há os que lutam toda a vida e estes são 
imprescindíveis. 
(Bertold Brecht) 
vii 
 
 
INSTITUTO OSWALDO CRUZ 
  
Caracterização transcriptômica e proteômica da glândula de feromônio de Lutzomyia 
longipalpis (Diptera:Psychodidae). 
RESUMO 
TESE DE DOUTORADO 
Norath Natalia González Caballero 
Lutzomyia longipalpis é o principal vetor de Leishmania infantum, que é o agente 
etiológico da Leishmaniose Visceral Americana (LVA). Considerado um complexo de 
espécies crípticas, Lutzomyia longipalpis utiliza diferentes feromônios terpenóides 
(produzidos por machos) que atuam como atraentes para as fêmeas, e ao mesmo tempo como 
feromônios de agregação para os machos. A pesar do conhecimento dos principais 
componentes químicos das misturas de feromônios nada se sabe sobre os genes ou as 
moléculas diretamente envolvidas na biossíntese ou da sua regulação. Tais moléculas podem 
representar alvos alternativos de estratégias de controle das populações desses insetos 
vetores. Neste sentido através de uma abordagem descritiva foi realizado o estudo das 
sequencias de ESTs assim como também a caracterização subproteômica da glândula de 
feromônio. Com as análises dos transcritos e através de pesquisas nas bases de dados 
públicos, um grupo de moléculas potencialmente envolvidas na produção de precursores de 
terpenóides foi identificado no quarto segmento abdominal (segmento que contém a glândula 
de feromônio). Tais moléculas incluem transcritos de possíveis enzimas da via do acido 
mevalônico e sequências associadas à preniltransferases. Motivados por estes resultados 
também foi realizada uma análise subproteômica da glândula de feromônio combinando 
cromatografia liquida SDS-PAGE acoplada com espectrometria de massas LC-MS/MS e 
analises dos dados. Tendo em conta que a anotação funcional das sequências do genoma de 
Lutzomyia longipalpis ainda é escassa, nós projetamos um fluxo de trabalho alternativo para 
o mapeamento proteômico da glândula. As sequências MS/MS foram pesquisadas contra dois 
bancos de dados personalizados, utilizando três motores de busca: MASCOT, OMSSA e 
ProLuCid. Com esta abordagem, foi possível obter as evidências de expressão das enzimas 
identificadas pela análise de transcritos e ainda aumentar o espaço de busca por similaridade 
e ampliar as identificações das proteínas da glândula de feromônio de L. longipalpis.  
 
 
 
 
 
viii 
 
 
INSTITUTO OSWALDO CRUZ 
 Caracterização transcriptômica e proteômica da glândula de feromônio de 
Lutzomyia longipalpis (Diptera:Psychodidae). 
ABSTRACT  
TESE DE DOUTORADO 
Norath Natalia González Caballero 
Lutzomyia longipalpis is the main vector of Leishmania infantum, the etiological 
agent of American visceral leishmaniasis (AVL). Considered a complex of cryptic species, 
Lutzomyia longipalpis use male-produced terpenoid pheromones to attract females for mating 
and males for aggregation. Despite the chemical identification of the main pheromone blend 
components, there is no information regarding genes and proteins directly involved in the 
biosynthetic process. These molecules may represent alternative targets for insect population 
control. In this respect, we studied the pheromone gland using a descriptive approach 
including a ESTs sequiencing and a subproteomic analysis. Through blast searches of public 
databases, a group of transcripts encoding proteins potentially involved in the production of 
terpenoid precursors were identified in the 4
th
 abdominal tergite, the segment containing the 
pheromone gland. Such molecules include transcripts potentially related to the mevalonate 
pathway enzymes as well as prenyltransferases. Motivated by these results we performed a 
subproteomic analysis of this tissue combining SDS-PAGE liquid chromatography in line 
with tandem mass spectrometry LC-MS/MS and data mining. Considering that the functional 
annotation of genome sequences of Lutzomyia longipalpis is relatively scarce, we designed 
an alternative workflow searching MS/MS data against two customized databases using three 
search engines: Mascot, OMSSA, and ProLuCid. Through this approach it was possible to 
obtain evidence of expressions for those molecules found in the transcriptome and also 
broadens the search records to allow a confident identification of L. longipalpis proteins by 
similarity analysis.  
 
ix 
 
Sumário 
1 INTRODUÇÃO .............................................................................................................................................. 1 
1.1 COMUNICAÇÃO QUÍMICA ......................................................................................................................... 1 
1.2 O ESTUDO DOS FEROMÔNIOS NOS INSETOS. ................................................................................................ 3 
1.2.1 Principais características dos feromônios identificados em algumas ordens de insetos ......... 3 
1.3 FLEBOTOMÍNEOS.................................................................................................................................... 6 
1.3.1 Posição Sistemática ................................................................................................................. 6 
1.3.2 A importância médica veterinária ........................................................................................... 7 
1.3.3 Biologia dos flebotomíneos. .................................................................................................... 9 
1.3.4 O estudo das populações de Lutzomyia longipalpis. ............................................................. 10 
1.3.5 Feromônios no complexo Lutzomyia longipalpis ................................................................... 12 
1.4 DESVENDANDO ROTAS DE BIOSSÍNTESE EM INSETOS .................................................................................... 15 
1.4.1 Rotas de biossíntese de feromônios. ..................................................................................... 16 
2 OBJETIVOS ................................................................................................................................................ 18 
2.1 OBJETIVO GERAL .................................................................................................................................. 18 
2.2 OBJETIVOS ESPECÍFICOS ......................................................................................................................... 18 
3 RESULTADOS ............................................................................................................................................. 19 
4 ARTIGO 1: ................................................................................................................................................. 20 
5 ARTIGO 2: ................................................................................................................................................ 21 
6 DISCUSSÃO ............................................................................................................................................... 22 
7 REFERENCIAS ............................................................................................................................................ 31 
8      TRABALHO EM COLABORAÇÃO (Anexo ) 
 
 
 
 
 
 
 
 
1 
 
1 INTRODUÇÃO 
1.1 Comunicação química  
Além de modos sonoros e visuais de comunicação, os organismos vivos usam sinais 
químicos para a transmissão de informações entre indivíduos. Esta linguagem é utilizada por 
bactérias, fungos, plantas e animais sendo considerada a mais antiga e difundida troca de 
informação na natureza (Arn et al., 2000; Steiger et al., 2011). 
Os agentes químicos que carregam mensagens entre os organismos são denominados 
semioquímicos, termo proveniente da palavra grega semeon que significa “marca ou sinal 
químico” (Law & Regnier, 1971). Os semioquímicos são subdivididos em aleloquímicos e 
feromônios, dependendo, se a transferência de informação é interespecífica ou intraespecífica 
respectivamente (Nordlund & Lewis, 1976).  
Aleloquímicos são compostos secretados por um indivíduo de uma espécie e recebidos 
por indivíduos de outras espécies. Na natureza, essas substâncias possuem um papel 
importante nas relações entre diversos organismos tais como predador-presa, parasita-
hospedeiro, herbívoro-planta entre outras, mediando interações entre organismos de até três 
ou mais níveis tróficos (Price et al., 1980, Simpson & Raubenheimer, 2001). Os 
aleloquímicos podem ser classificados em cairomônios (beneficia o receptor), alomônios 
(beneficia o emissor) e sinomônios (beneficiam ambos, receptor e emissor) de acordo com a 
mensagem química para o qual sinalizam (Francke & Schulz, 1999).  
A origem do termo “feromônio” está relacionada com a união das palavras gregas 
pherein e horman que significam carregar e estimular respectivamente. Esta terminologia foi 
proposta por Karlson e Butenandt (1959) para mencionar a substância química ou mistura de 
substâncias que atuam na comunicação entre indivíduos de uma determinada espécie, ao 
contrário dos hormônios, substâncias que atuam no interior do organismo como mensageiros 
entre órgãos e tecidos. Além disto, outra característica diferencial é a conservação da 
identidade química das moléculas. Enquanto que os tipos de compostos usados como 
feromônios ou aleloquímicos são altamente variáveis, os hormônios são relativamente 
conservados, podendo o mesmo composto químico, exercer sua ação de forma comum em 
diversas espécies de insetos (Morgan, 2010). 
Entre os insetos a comunicação por feromônios representa uma das ferramentas mais 
desenvolvidas e usadas para o desempenho das atividades vitais. Estes podem atuar 
2 
 
provocando um comportamento imediato, os desencadeadores, ou, podem atuar na fisiologia 
do organismo receptor provocando uma resposta prolongada e mais lenta, os preparadores 
(Wilson & Bossert, 1963). Diferentes tipos de feromônios desencadeadores são reconhecidos 
dependendo do estímulo provocado no receptor. Os comportamentos mais comuns são: 
agregação, acasalamento, detecção do perigo ou alarme, demarcação de espaço, formação de 
trilha ou escolha de locais para oviposição. Por outro lado, o uso dos feromônios 
preparadores, é atribuídos comumente a insetos sociais, como parte de estratégias para o 
estabelecimento e manutenção da estrutura de colônias. Recentemente a estrutura química de 
alguns feromônios preparadores foi identificada em espécies da ordem Hymenoptera 
(Holman et al., 2010; Conte & Hefetz, 2008). A determinação das castas ou o 
desenvolvimento reprodutivo são alguns exemplos de respostas reguladas por esse tipo de 
feromônio, especialmente na estrutura de colônias de insetos sociais. Feromônios 
preparadores são primariamente produzidos por rainhas e transportados pelos operários 
(Beggs et al., 2007, Grozinger et al., 2003).  
Sendo assim, os semioquímicos são classificados de acordo com o tipo de interação e 
modo de ação (Figura 1), embora possam ser classificados, de acordo com o contexto, em 
diversas categorias devido a ampla funcionalidade que alguns semioquímicos apresentam 
(Morse, 1972, Whitman, 1988).  
 
Figura 1. Nomenclatura e classificação dos semioquímicos (modificado de Francke & Schulz, 1999). 
3 
 
1.2 O estudo dos feromônios nos insetos. 
Devido às consequências da ação de determinados insetos fitófagos ou de vetores de 
agentes patogênicos, nas últimas décadas têm sido desenvolvidas e aplicadas estratégias 
inovadoras empregadas como alternativas ao uso de inseticidas. A utilização de 
semioquímicos representa uma prática menos prejudicial ao ecossistema e apresenta-se como 
um elemento promissor do manejo integrado para um grande número de espécies de insetos. 
Das inúmeras possibilidades de usos de diferentes semioquímicos, até hoje, os avanços nas 
pesquisas estão mais relacionados aos feromônios sexuais. A facilidade de manipulação dos 
comportamentos reprodutivos entre indivíduos de uma mesma espécie, e a preservação dos 
inimigos naturais nos ecossistemas agrícolas são alguns dos fatores que estimulam a 
utilização destas substâncias no monitoramento de insetos (Jutsum & Gordon, 1989, Witzgall 
et al., 2010). Com o uso de feromônios sexuais é possível intervir em diferentes estágios do 
processo de cópula, permitindo o controle de populações mediante a captura massal, 
confundimento sexual ou ainda para o simples monitoramento da presença do inseto no 
campo. 
O feromônio sexual pode ser um composto químico, ou por outro lado, uma mistura de 
compostos de uma grande variedade de moléculas, desde longas cadeias alifáticas (voláteis) 
até pequenas moléculas cíclicas. Uma vez liberados no meio ambiente, os feromônios, podem 
ser detectados pelos organismos receptores em concentrações extremamente baixas (Minor & 
Kaissling, 2003). 
1.2.1 Principais características dos feromônios identificados em algumas ordens 
de insetos 
Lepidoptera 
O primeiro feromônio isolado e identificado, segundo a literatura, foi o bombicol, 
produzido pela mariposa do bicho da seda, Bombyx mori. Após 20 anos de pesquisa, 
Butenandt e colaboradores (1959) determinaram a estrutura química deste feromônio como 
(E,Z)-10,12-hexadecadien-1-ol. Desde então, uma grande variedade de semioquímicos foi 
identificada assim como os comportamentos por estes provocados, a partir dos avanços no 
desenvolvimento de metodologias e de ferramentas de análises cada vez mais sensíveis.  
Em Lepidoptera, comumente os feromônios sexuais são produzidos e liberados pelas 
fêmeas para atração dos machos a longa distância. A maior parte destes mensageiros são 
4 
 
moléculas de 10 a 18 carbonos e consequentemente apresentam características comuns, como 
baixo peso molecular e alta volatilidade. Os grupos químicos predominantes são os alcoóis, 
acetatos ou aldeídos, seguidos pelos hidrocarbonetos polienos e epóxidos que se apresentam 
em menor abundância (Millar, 2000).  
Neste grupo de insetos os feromônios sexuais comumente estão constituídos por 
misturas de cinco ou seis componentes (Silverstein & Young, 1976; Wyatt, 2003) atuando no 
desencadeamento de comportamentos pré-copulatórios somente entre indivíduos de uma 
determinada espécie (Wyatt, 2003). Desta forma, o caráter “privado” das mensagens é 
adquirido como resultado das funções predeterminadas como comprimento da cadeia; 
presença de grupos funcionais; número de insaturações; posição de duplas ligações e 
isometria espacial dos compostos (Linn & Roelofs, 1989).  
A biossíntese do feromônio sexual e sua posterior liberação ocorrem geralmente em 
glândulas localizadas entre o oitavo e nono segmento abdominal (Ma et al., 2003, Roelofs & 
Rooney, 2003). Uma vez que a maior parte dos componentes químicos dos feromônios 
consiste de moléculas de cadeias lineares com número par de carbonos, presumi-se que estes 
são sintetizados através de modificações da biossíntese dos ácidos graxos (Jurenka, 2004). 
Consequentemente, este processo é resultado da ação de sistemas enzimáticos especializados 
em reações de encurtamentos de cadeias, dessaturações ou modificações de grupos funcionais 
dos ácidos graxos (revisto em Jurenka, 2004).  
 
Coleoptera 
Um grande número de coleópteros fitófagos é economicamente importante por serem 
pragas de cultivos, florestas e produtos armazenados, atuando como vetores de fungos e 
vírus. As consequências de tais efeitos os tornou foco de muitas pesquisas como, por 
exemplo, o estudo da comunicação inter e intraespecífica. Semelhantemente à grande 
variedade de coleópteros, as estruturas químicas dos feromônios por eles utilizados são muito 
diversas (Blomquist & Vogt, 2003). Alguns escaravelhos, (subfamília Rutelinae), por 
exemplo, utilizam derivados da síntese de ácidos graxos (Leal et al., 1999), enquanto que 
outros (subfamília Melolonthinae) usam derivados de aminoácidos ou compostos terpenóides 
como feromônios (Leal et al., 2003; Leal, 1999; Zhang et al., 1997; Francke & Dettner, 
2005). Recentemente grande parte da literatura sobre feromônios de coleópteros e outros 
5 
 
insetos foi compilada num abrangente banco de dados gratuitamente disponível com o nome 
de The Pherobase (El-Sayed, 2012).  
Dependendo da espécie, a produção de feromônios pode ocorrer no abdômen (revisto 
em Plarre & Vanderwel, 1999), em glândulas definidas (Merivee & Erm, 1993), ou em 
grupos de células de áreas anatômicas resolvidas que não chegam a conformar uma glândula, 
mas são sítios de biossíntese identificados (Nardi et al., 1996). Por outro lado também foi 
observada a presença de possíveis glândulas em outras localizações anatômicas como no caso 
da antena de Batrisodes oculatus (de Mazo & Vit, 1983) ou nas patas de Tribolium 
castaneum (Faustini et al., 1981).  
Devido ao poder destrutivo de alguns insetos da família Scolytidae, considerados 
importantes pragas agrícolas, a comunicação química destes foi foco de muitos estudos no 
Hemisfério Norte (Pureswaran et al., 2000; Erbilgin et al., 2003; Seybold et al., 2006). Um 
considerável número de espécies utilizam feromônios isoprenóides (Seybold et al., 2000) e a 
produção destes, pode ser resultado de modificações de compostos derivados da dieta 
(Vanderwel, 1994; Blomquist et al., 2010) ou sintetizados “de novo” (Seybold et al., 1995; 
Tillman et al., 1998).  
 
Diptera 
Similarmente ao observado na ordem Coleoptera, nos insetos dípteros, existe uma 
extraordinária diversidade e complexidade na comunicação por semioquímicos (Wicker-
Thomas, 2007). No entanto, a maioria dos feromônios sexuais descritos neste grupo são 
hidrocarbonetos de 21 carbonos ou até mais longos, atuando como feromônios de curto 
alcance ou de contato (Blomquist et al., 1993). Esses compostos são sintetizados através de 
modificações do metabolismo de lipídeos cuticulares em células epidérmicas, denominadas 
oenócitos (Nelson & Blomquist, 1995). Uma vez produzidos, o feromônios são depositados 
sobre a superfície cuticular (Ismail & Kremer, 1983, Langley & Carlson, 1983).  
Nesta ordem o primeiro feromônio identificado foi o moscalure ou (Z)-9-tricoseno que 
foi isolado da cutícula e das fezes de fêmeas da mosca comum, Musca domestica (Carlson et 
al., 1971). A existência dele foi primeiramente demonstrada por Rogoff e colaboradores 
(1964) através de testes de atração dos machos à fonte de odor. Apesar de não ter ação tóxica 
para os insetos, o moscalure é reconhecido como pesticida bioquímico (EPA, 2013) já que é 
6 
 
utilizado como atraente em armadilhas como uma das medidas de monitoramento da 
reprodução destes insetos.  
Também foram identificados feromônios, no gênero Drosophila, que reúne insetos 
considerados modelos para estudos de desenvolvimento, genética, fisiologia e 
comportamento. Neste táxon, o primeiro feromônio caracterizado foi o (Z,Z)-7,11-
heptacosadiene produzido pela mosca da fruta, Drosophila melanogaster (Antony & Jallon, 
1982). Essa substância é considerada um potente afrodisíaco para os machos após ensaios 
sobre especificidade realizados em laboratório (Antony et al., 1985). 
Do mesmo modo que a ação dos insetos pragas de cultivos constituem prejuízos na 
economia, aqueles insetos vetores de agentes patógenos são de incalculável importância 
devido a seu efeito na saúde mundial. Avanços no uso de armadilhas utilizando diferentes 
misturas de feromônios, cairomônios e inseticidas têm mostrado efetividade no controle de 
algumas espécies, conseguindo em alguns casos a erradicação de algumas populações, como, 
no caso da mosca tsé-tsé (Eiras, 2001). Glossina spp (Diptera: Muscidae), ou mosca tsé-tsé, é 
o vetor do parasito Trypanosoma brucei que causa a tripanossomíase Africana (doença do 
sono) no homem (Barrett et al., 2003). O feromônio sexual produzido pela espécie Glossina 
morsitan morsitans foi isolado da cutícula das fêmeas e os componentes foram identificados 
como alquenos com mais de 30 carbonos (Carlson et al., 1978). Essa identificação química, 
assim como a de outros semioquímicos tem contribuído significativamente nas diferentes 
estratégias de controle desses insetos vetores (Jordan, 1995).  
1.3 Flebotomíneos  
1.3.1 Posição Sistemática  
Os flebotomíneos são insetos dípteros hematófagos pertencentes à família Psychodidae 
subfamília Phlebotomine. A classificação destes insetos é baseada na morfologia dos adultos, 
machos e fêmeas (Forattini, 1973; Young & Duncan, 1994). De acordo com Young e Ducan 
(1994) a subfamília agrupa seis gêneros, sendo Phlebotomus Rondani, 1840; Sergentomyia 
França & Parrot, 1920 e Chinius Leng, 1987 de ocorrência no Velho Mundo e, Lutzomyia 
França 1924; Brumptomyia França & Parrot, 1921 e Warileya Hertig,1948 no Novo Mundo.  
Medindo aproximadamente 2 a 3 mm, os flebotomíneos se distinguem dos demais 
psicodídeos por apresentarem corpo delgado e recoberto com um grande número de cerdas, 
7 
 
asas de formas lanceoladas sempre eretas quando em repouso, e voos curtos e saltitantes 
(revisto em Killick-Kendrick, 1999).  
O gênero Lutzomyia, se destaca dos outros gêneros presentes no Novo Mundo por 
apresentar a maior distribuição geográfica, com espécies habitando desde o México até o 
norte da Argentina (Young & Duncan, 1994). Das 500 espécies de flebotomíneos descritas 
nas Américas a maioria delas, um pouco mais de 400, são Lutzomyia. Este gênero possui 15 
subgêneros, 11 grupos de espécies e ainda, algumas espécies isoladas (Barreto, 1962; 
Theodor, 1965; Lewis et al., 1977; Martins et al., 1978; Young & Duncan, 1994).  
Uma classificação mais recente foi proposta por Galati (1995), na qual a divisão dos 
insetos em duas tribos, previamente apresentada por Artemiev (1991) foi mantida. Através de 
análises filogenéticas criaram-se oito subtribus, diversos novos gêneros, e alguns subgêneros, 
já existentes foram elevados a gêneros (Galati, 2003).  
1.3.2 A importância médico veterinária  
Algumas espécies de flebotomíneos são importantes vetores naturais de patógenos 
como parasitos do gênero Leishmania, a bactéria Bartonella bacilliformis e alguns arbovírus 
(revisto em Ready, 2013).  
Entre as doenças produzidas por tais patógenos a mais importante é a leishmaniose, 
composta por um grupo de doenças tropicais severas, clinicamente heterogêneas e 
distribuídas em todos os continentes, sendo endêmica em 98 países (Antinori et al., 2012; 
WHO 2013). Há aproximadamente 350 milhões de pessoas em situações de risco com dois 
milhões de novos casos relatados a cada ano (Desjeux, 1996; Cunningham, 2002). A pesar da 
importância médica, a leishmaniose é considerada uma doença negligenciada quando 
comparada com outras doenças tropicais (Colwell et al., 2011; Hotez et al., 2006). Os agentes 
etiológicos das leishmanioses são os parasitos do gênero Leishmania (Ross, 1903) (Protozoa: 
Kinetoplastida) que por sua vez são transmitidos por flebotomíneos do gênero Phlebotomus 
no Velho Mundo e Lutzomyia no Novo Mundo (Killick-Kendrick, 1999). 
Leishmania infantum é o agente etiológico da Leishmaniose visceral (LV), a forma 
mais grave das leishmanioses. No Novo Mundo, o parasito é transmitido principalmente por 
Lutzomyia longipalpis (Lutz e Neiva). Outro flebotomíneo incriminado como vetor deste 
parasito é Lutzomyia cruzi Mangabeira 1938 (Galati et al., 1997, de Pita-Pereira et al., 2008) 
que tem uma ocorrência concentrada na região centro-oeste do Brasil e sul da Bolívia (Brazil 
8 
 
et al., 2010). Resultados de estudos sobre diferentes caracteres destas duas espécies de 
flebotomíneos indicam que L. longipalpis e L. cruzi são bastante relacionadas (Brazil & 
Hamilton, 2002; Spiegel et al., 2004; Pinto et al., 2010 e Vigoder et al., 2010). No que diz 
respeito à morfologia, as fêmeas destes flebotomíneos são indistinguíveis enquanto que 
apenas sutis divergências na genitália são observadas nos machos (Young & Duncan 1994). 
A LV é uma doença sistemática que apresenta um significativo aumento em várias 
regiões endêmicas (Romero & Boelaert, 2010; Chappuis et al., 2007). A Organização 
Mundial da Saúde estima a ocorrência de cerca de meio milhão de novos casos de LV no 
mundo por ano; e se a doença não é tratada, pode-se ter uma taxa de mortalidade tão elevada 
quanto 100% em dois anos (OMS, 2013) (Figure 2). 
 
Figura 2. Distribuição geográfica da Leishmaniose Visceral (Fonte: Desjeux, 2004).  
 
 
 
 
 
 
 
 
9 
 
1.3.3 Biologia dos flebotomíneos. 
Os flebotomíneos são insetos holometábolos, apresentando as fases de ovo, quatro 
estádios larvais (L1-L4), pupa e adulto (Figura 3). Os adultos apresentam dimorfismo sexual, 
ou seja, diferenças nas estruturas corporais.  
 
Figura 3. Ciclo biológico dos flebotomíneos (Fonte Brazil & Brazil, 2003) 
 
Tanto fêmeas como machos, se alimentam de derivados de açúcares de origem vegetal 
(Schlein & Warburg, 1986), mas, somente as fêmeas realizam o repasto sanguíneo, que 
fornece a nutrição necessária para a produção e amadurecimento dos ovos (Killick-Kendrick, 
1990; Warburg & Faiman, 2011). Durante o repasto sanguíneo nos animais vertebrados é o 
momento em que pode ocorrer a transmissão das leishmanias, já que estes, na forma de 
amastigotas, podem estar infectando macrófagos. Estas células quando ingeridas pelo inseto 
são conduzidas ao intestino médio, onde passam por processos de diferenciação e intensa 
multiplicação, transformando-se em promastigotas em um curto período de 12 a 20 horas 
após o repasto. (Kamhawi, 2006; Sacks, 2001). Posteriormente estes patógenos, já na forma 
de flagelados, migram para a região anterior do trato digestivo do vetor diferenciando-se 
finalmente nas formas infectantes (promastigota metacíclica) que, após um novo ato de 
hematofagia do inseto, são inoculados nos vertebrados (Sacks & Kamhawi, 2001). 
10 
 
O crepúsculo é o principal momento do dia em que um grande número destes insetos se 
reúne perto dos hospedeiros ou sobre estes para a alimentação (Quinnell & Dye, 1994). A 
pesar de somente as fêmeas serem hematófagas, os machos também são atraídos sendo os 
primeiros a chegar perto dos hospedeiros demarcando território individual e esperando pelas 
fêmeas para o acasalamento (Jarvis & Rutledge, 1992). Esta atração pelos vertebrados ocorre 
em resposta a sinais químicos emitidos pelos hospedeiros, como o CO2 e outros compostos 
voláteis provavelmente derivados da respiração ou da pele (Nigam & Ward, 1991; Oshaghi et 
al., 1994; Pinto et al., 2001). Experimentos realizados no campo indicam que o tamanho dos 
hospedeiros também poderia ter um papel importante na escolha e localização destes pelos 
insetos (Quinnell et al., 1992). Posteriormente, Hamilton e Ramsoondar (1994) ainda 
relataram que diferentes populações de L. longipalpis (colônias originárias de Jacobina e 
Lapinha no Brasil) apresentaram respostas diferenciadas aos odores humanos, sendo a 
população de Jacobina mais antropofílica que a de Lapinha.  
1.3.4 O estudo das populações de Lutzomyia longipalpis. 
Além das diferenças relacionadas às respostas aos cairomônios, outras variações entre 
populações também foram observadas. As diferenças vêm sendo observadas desde 1969, 
quando Mangabeira relatou a ocorrência de variações morfológicas nos machos de duas 
populações. Insetos coletados no Estado do Pará (Norte) apresentavam um par de pintas 
claras, localizadas no quarto segmento abdominal (fenótipo chamado de 1S) enquanto que 
machos coletados no Estado do Ceará (Nordeste) apresentavam dois pares de pintas (fenótipo 
chamado de 2S) no quarto e no terceiro segmento abdominal. Essas diferenças (Figura 4) 
junto ao fato das duas formas serem encontradas em condições ecológicas distintas levou o 
autor a propor de que L. longipalpis é um complexo de espécies.  
 
11 
 
 
Figura 4. Machos de Lutzomyia longipalpis com um par de pintas (A) e dois pares de pintas (B) nos 
tergitos abdominais. 
 
Além da ocorrência dos dois fenótipos (1S e 2S), em 1983 Ward e colaboradores 
descreveram a existência de populações naturais de machos com o morfotipo intermediário 
de uma pinta e meia, sendo a mancha presente no terceiro segmento abdominal de menor 
tamanho que a do quarto. Os autores ainda realizaram experimentos de cruzamento entre as 
populações simpátricas e alopátricas com diferentes números de pintas. Eles observaram uma 
baixa taxa de inseminação após o cruzamento entre os insetos previamente capturados na 
mesma localidade (populações simpátricas) e que possuíam tanto o morfotipo 1S como o 2S. 
O mesmo resultado foi observado entre insetos com diferente número de pintas (2S e 1S) e 
provenientes de diferentes Estados (Ceará e Minas Gerais) assim como também entre insetos 
oriundos de diferentes Estados e apresentando o mesmo morfotipo 1S (Ward et al., 1983; 
Ward et al., 1988). Mais recentemente, Souza e colaboradores (2008) realizaram novos 
experimentos de cruzamento entre populações alopátricas, insetos oriundos de Lapinha (MG), 
Sobral (BA) e Natal (RN), como também entre populações simpátricas de Sobral (1S e 2S). 
Os pesquisadores observaram que como resultado de alguns cruzamentos entre insetos 
homoespecíficos a prole apresentava o fenótipo intermediário e os híbridos ainda eram férteis 
e viáveis (Souza et al., 2008). Contudo, os resultados desses experimentos mostraram que as 
pintas não podiam ser utilizadas como caráter de diferenciação taxonômica. Porém, foi visto 
que o fenótipo de pintas poderia ser útil para distinguir duas espécies simpátricas no 
complexo L. longipalpis. Isto foi verificado em Sobral (CE), onde coexistem populações com 
12 
 
machos apresentando ambos os tipos (1S e 2S). No entanto, uma população está isolada 
reprodutivamente da outra (Ward et al., 1983; Ward et al., 1988; Souza et al., 2008). Além 
desses trabalhos realizados no Brasil, outros estudos comparando amostras da América 
Central com a América do Sul também sugeriram que L. longipalpis seja com complexo de 
espécies (Lanzaro et al., 1993; Arrivillaga et al., 2003).  
Entretanto, o debate sobre existência ou não de mais de uma espécie entre as 
populações brasileiras de L. longipalpis surgiu dos resultados de estudos medindo diversos 
parâmetros. Segundo alguns autores, os estudos utilizando análises de isoenzimas e de genes 
mitocondriais não revelaram um grau de divergências suficiente que suporte a separação 
taxonômica entre as populações (Mukhopadhyay et al., 1998; Mutebi et al., 1999; Azevedo et 
al., 2000). No entanto, outros trabalhos utilizando diferentes tipos de analises, incluindo tanto 
marcadores moleculares (genes envolvidos com o comportamento sexual e microssatélites) 
como sinais acústicos e feromonios; mostraram diferenças que poderiam apontar uma 
separação entre as populações (revisto em Bauzer et al., 2007; Maingon et al., 2003; 
Maingon et al., 2008;Watts et al., 2005 Souza et al., 2002; Souza et al., 2004; Lins et al., 
2008; Araki et al., 2009; Vigoder et al., 2010).  
Considerando as evidências que suportam a hipótese de que L. longipalpis é complexo 
de espécies junto aos resultados dos experimentos de cruzamento, ainda surge o 
questionamento de quais mecanismos poderiam derivar nos isolamentos reprodutivos entre as 
populações e a demarcação entre as espécies crípticas dentro do complexo. Neste sentido, 
junto aos estudos de sinais acústicos o estudo de feromônios sexuais poderia contribuir na 
procura de mecanismos pré-copulatórios destes insetos. 
1.3.5 Feromônios no complexo Lutzomyia longipalpis  
1.3.5.1 Sítio de produção do feromônio 
Indícios da presença de feromônios na família Psychodidae iniciaram-se com a 
descrição de uma glândula de cheiro no mesotórax de Ulomyia fuliginosa (Feuerborn, 1922). 
No que diz respeito aos insetos hematófagos da subfamília Phlebotominae, a primeira 
indicação sobre a presença de uma possível glândula “odorífera” foi realizada por Bart 
(1961) através da publicação de desenhos das células secretoras observadas nos segmentos 
abdominais de machos de Lutzomyia s.l. (Lutz and Neiva, 1912). A aparência de “manchas 
claras” de tais tergitos foi mais tarde relatada por Mangabeira (1969) como variavelmente 
13 
 
presentes no quarto; ou no terceiro e quarto segmentos abdominais de machos de diferentes 
populações de L. longipalpis. A estrutura superficial destes tergitos foi posteriormente 
examinada por Lane e Bernardes (1990) usando microscópio eletrônico de varredura. Foram 
descritas áreas sem as estruturas regularmente distribuídas no resto do corpo de insetos 
adultos, conhecidas como “macrotriquias”. Na mesma região também foi observada a 
presença de pequenas pápulas com poros centrais, que poderiam representar as estruturas de 
disseminação de feromônios. Maiores detalhes das principais estruturas presentes na glândula 
foram ilustrados recentemente em trabalhos de ultraestrutura e técnicas de citoquímica que 
contribuíram com a descrição do epitélio glandular. Foram identificadas típicas células 
secretoras conectadas à cutícula através de dutos e a presença de lipídeos no citoplasma 
(Spiegel et al., 2002). Recentemente estudos correlacionaram a produção de feromônio com a 
morfogênese das células glandulares, onde reportou-se que a biossíntese de feromônio 
começa, aproximadamente, 12 horas após a emergência do adulto e aumenta continuamente 
durante os três primeiros dias estabilizando-se em seguida (Spiegel et al., 2011).. 
1.3.5.2 Tipos de feromônios 
Dados morfológicos das estruturas de manchas tergais claras foram consistentes com a 
localização do sítio de produção de feromônio sexual em L. longipalpis (Lane & Ward, 1984; 
Lane et al., 1985; Morton & Ward, 1989). Compostos extraídos de tais estruturas foram 
ensaiados através de análises químicas e de comportamento, a fim de analisar qual 
componente químico poderia ser o feromônio sexual. O composto encontrado em maior 
abundância no tecido analisado mostrou ser o responsável pela atração das fêmeas (Hamilton 
et al., 1994). Uma vez analisados os feromônios de diferentes populações de L. longipalpis 
estes foram identificados como pertencentes à classe química dos terpenos (Hamilton, 2008). 
Os feromônios podem ser homosesquiterpenos, que são compostos de 16 carbonos ou 
diterpenos que são compostos de 20 carbonos. Porém, segundo Hamilton (2002) machos do 
gênero Lutzomyia podem ser divididos em três grupos, aqueles que produzem terpenos e 
possuem as estruturas de manchas tergais; aqueles que não produzem terpenos mas possuem 
as manchas e ainda que os não produzem terpenos e nem apresentam tais estruturas. 
Os homosesquiterpenos, (S)-9-metilgermacreno-B (Figura 5A) e (1RS,3RS,7RS)-3-
methyl-α-himachalene (Figura 5B), são os componentes principais dos feromônios das 
populações de Lapinha, (MG) e de Jacobina, (BA) respectivamente. Em quanto que os 
diterpenos, que são isômeros de cembreno (cuja estrutura química ainda não foi elucidada), 
14 
 
são os compostos ativos das populações de Santarém, (PA); e Jaíba, (MG); respectivamente 
(Hamilton et al., 1996a; Hamilton et al., 1996b; Hamilton et al., 1999a; Hamilton et al., 
1999b; revisto em Hamilton, 2008). 
 
Figura 5. Homosesquiterpenos produzidos por populações de Lutzomyia longipalpis 
(A) 9-metilgermacreno-B e (B) (1RS,3RS,7RS)-3-methyl-α-himachalene. 
 
Em alguns trabalhos sobre o comportamento sexual de L. longipalpis, têm sido 
observados machos com ativa agitação das asas antes e durante a cópula. Através de estudos 
em laboratório, foi constatado que este movimento de asas pode estar relacionado à 
demarcação do território individual de machos, uma vez pousados nos hospedeiros (Jarvis & 
Rutledge, 1992). Além disso, quando a presença das fêmeas é detectada, os machos se 
aproximam a estas com intensa vibração das asas que permanece ininterrupta durante a 
cópula (Jarvis & Rutledge, 1992). Posteriormente foi observado que esse comportamento tem 
implicações na geração dos sinais acústicos produzidos durante o acasalamento, os quais 
foram estudados em diversas populações do inseto (Souza et al., 2002; Souza et al., 2004). 
Por outro lado, a possibilidade de que esta vibração possa ter algum efeito na comunicação 
química de L. longipalpis também foi sugerida, já que a oscilação de assas poderia estar 
contribuindo na dispersão do feromônio sexual para ambos, machos e fêmeas (Jones & 
Hamilton, 1998; Lane et al., 1985; Ward et al., 1989).  
Na natureza, admite-se que a cópula ocorre no período noturno quando os 
flebotomíneos estão mais ativos. Os machos chegam aos hospedeiros vertebrados, antes das 
fêmeas, provocando a agregação de outros machos através da produção de feromônios, que 
por sua vez produzem mais feromônios atraindo ainda mais machos (Kelly & Dye, 1997). 
15 
 
Consequentemente, as fêmeas virgens são atraídas pelos feromônios dos machos que estão 
em sinergia com odor do hospedeiro (Bray & Hamilton, 2007). 
Nos insetos em geral a detecção dos estímulos químicos ocorre através dos sistemas 
sensoriais olfato e a gustação. A detecção dos feromônios pode ocorrer pelos dois sistemas, a 
pesar de que a maioria dos mecanismos conhecidos estão associados com o olfato (Amrein, 
2004; Vogt, 2005). Neste último sistema as proteínas que estão envolvidas na detecção de 
odores são aquelas associadas a receptores de odor [ORs (odorant receptors)], as proteínas de 
união a odor [OBPs (odorant binding protein)] e as enzimas degradadoras de odor [ODEs 
(odorant degrading enzymes)].  
No que diz respeito ao uso de feromônios sexuais no complexo L. longipalpis até agora 
não são conhecidas as bases genéticas da biossíntese destes compostos ou a sua regulação. 
Neste sentido, tanto a compreensão dos mecanismos das reações de biossíntese, como a 
identificação das enzimas que catalisam tais reações ou dos genes que codificam as enzimas, 
é de crucial importância para o desenho de inovadoras técnicas moleculares no controle deste 
importante vetor.  
1.4 Desvendando rotas de biossíntese em insetos 
Biossíntese ou biogênese é a construção de compostos químicos através dos processos 
fisiológicos que ocorrem em organismos vivos (Alberts et al., 2002). Nos processos 
biosintéticos, os substratos são convertidos em produtos mais complexos através de vários 
passos enzimáticos em que o produto de um passo é utilizado como substrato no passo 
seguinte (Buchanan et al., 2000).  
A matéria prima ou substrato inicial pode ser qualquer composto derivado tanto do 
metabolismo primário, como do secundário (Mann, 1994). O metabolismo primário envolve 
as reações e compostos essenciais para a vida da célula como, por exemplo, a produção de 
aminoácidos, ácidos graxos, açúcares etc., enquanto que o metabolismo secundário abrange 
processos e compostos necessários para manter a vida do organismo como todo (Demain, 
1980; Verpoorte, 2000). São considerados metabólitos secundários, os pigmentos, hormônios 
ou feromônios uma vez que são usados no sistema de sinalização entre organismos no 
ecossistema. No entanto, a divisão entre o “que é” metabolismo primário ou secundário fica 
um tanto arbitrário e é rejeitada por alguns autores (Firn & Jones, 2009). 
Algumas características bioquímicas dos insetos são compartilhadas com todos os 
organismos vivos, ou com todos os animais, mas por outro lado, também existem 
16 
 
características específicas dos insetos, ou específicas de determinadas espécies, ou mesmo de 
uma única linhagem dentro de uma espécie (Morgan, 2010). A conservação destas 
características, como por exemplo, algumas reações enzimáticas entre os insetos, são muitas 
vezes aproveitadas em desenhos experimentais como parte das estratégias no desvendamento 
de vias biossintéticas (Morgan, 2010).  
1.4.1 Rotas de biossíntese de feromônios.  
Nos estudos de reações de biossíntese, comumente existe uma hipótese que sugere 
como o composto alvo pode ser formado ou qual material é utilizado como substrato e o tipo 
de reação enzimática (Morgan, 2010).  
Um modo de testar uma hipótese é através da marcação isotópica. Nesta estratégia o 
substrato é marcado com algum isótopo e fornecido ao organismo ou célula na qual ocorre a 
biossíntese. Após o tempo de incubação a produção do feromônio pode ser guiada pela 
marcação dos compostos intermediários nas reações de biossíntese. Desta forma, o composto 
de interesse é finalmente isolado com o isótopo incorporado. Um exemplo da aplicação deste 
procedimento experimental é o estudo de feromônios realizado por Seybold e colaboradores 
(1995) sobre a produção dos álcoois monoterpenóides: ipsenol e ipsdienol. Estes compostos 
são os feromônios de agregação dos coleópteros Ips paraconfusus e Ips pini. Os 
investigadores puderam corroborar a biossíntese “de novo” de tais feromônios através da 
incorporação do [
14
C] acetato nas moléculas ipsenol e ipsdienol obtidas das células 
biossintéticas em insetos machos.  
Outra possível estratégia é empregar linhagens mutantes de organismos que não 
possuam determinadas enzimas para completar uma síntese definida ou, por outro lado, 
empregar inibidores enzimáticos. Um exemplo da aplicação desta última tática é o trabalho 
de Burse e colaboradores (2008), relacionado à elucidação da síntese de secreções de defesa 
de larvas de besouros da família Chrysomelidae. Nesse estudo foi observado o efeito da 
inibição da enzima 3-hydroxy-3-methylglutaryl-CoA reductase (HMGR), na produção do 
composto isoprenoide designado iridoide. Esta enzima é chave na regulação da via do ácido 
mevalônico, e sua ação foi previamente associada à biossíntese “de novo” do iridoide (Lorenz 
et al., 1993).  
17 
 
1.4.1.1 Biologia molecular aplicada a estudos de biossínteses de feromônios. 
Com os avanços nas técnicas de biologia molecular tornou-se possível estudar genes 
que codificam as proteínas encarregadas da produção de feromônios. Uma vez identificado o 
mRNA para a síntese de uma enzima em particular, é possível obter por transcrição reversa a 
sequência codificadora e expressá-lo em sistemas como bactérias, leveduras ou cultura de 
células (Brown, 2006). Esta metodologia foi utilizada para estudar as enzimas 11-
desaturases, que são chaves na biossíntese de um número de feromônios derivados de ácidos 
graxos e expressos nas glândulas de lepidópteros (Knipple et al., 1998).  
Por outro lado, esta metodologia pode ser aplicada ao estudo simultâneo de vários 
genes através da construção e sequenciamento de bibliotecas de cDNA. Esta alternativa 
permite o estudo comparativo dos genes que estão sendo expressos em um momento 
determinado ou em um tecido especifico. Esta metodologia foi utilizada com sucesso nos 
estudos dos genes envolvidos na biossíntese de feromônios de alguns insetos lepidópteros 
(Strandh et al., 2008; Vogel et al., 2010) e mais recentemente também em térmitas (Hojo et 
al., 2012). Alem disso analises de transcriptoma realizados simultaneamente com estudos de 
proteômica também tem sido realizados em diversos tecidos de outros insetos, como por 
exemplo, em glândula salivar de Aedes aegypti (Valenzuela et al., 2002), e de algumas 
espécies de flebotomíneos (Rohoušová et al., 2012).  
Nesse sentido, realizamos análises transcriptômica e proteômica para obter maior 
conhecimento das proteínas expressas na glândula de feromônio de L. longipalpis, pois foi 
levantada a hipótese que os precursores para a síntese do feromônio terpenoides seja o 
metabolismo dos lipídeos associado à via do acido mevalônico (Hamilton et al., 1999c; 
Spiegel et al., 2011).  
 
 
 
 
 
 
 
 
 
18 
 
2 OBJETIVOS 
2.1 Objetivo geral  
 
O objetivo desta tese foi caracterizar os genes expressos e proteínas presentes na 
glândula do feromônio sexual em machos de Lutzomyia longipalpis 
(Diptera:Psychodidae:Phlebotominae). 
 
2.2 Objetivos específicos  
 
2.2.1 Realizar uma análise de sequencias de ESTs da glândula de feromônio sexual de 
machos da população de Lapinha de Lutzomyia longipalpis. 
2.2.2 Comparar o perfil de transcritos de genes da glândula com outros segmentos 
abdominais onde a glândula não está presente; 
2.2.3 Descrever o perfil proteômico da glândula de feromônio sexual de machos da 
população de Lapinha de Lutzomyia longipalpis 
2.2.4 Comparar e correlacionar os resultados obtidos nas análises transcriptomica e 
proteômica. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
19 
 
3 RESULTADOS  
Esta tese é composta por dois artigos, (Capitulo 4), (Capitulo 5) e um trabalho em 
colaboração (anexo). 
 
Capitulo 4 – Artigo 1 
Gonzalez-Caballero, N., Valenzuela, J., Ribeiro, J. M., Cuervo, P., Brazil, R. P. 
Transcriptome exploration of the sex pheromone gland of Lutzomyia longipalpis 
(Diptera: Psychodidae: Phlebotominae). Artigo publicado na revista Parasites & Vectors 
2013, 6:56 (7 March 2013). Doi 10.1186/1756-3305-6-56 
 
Capitulo 5 – Artigo 2 
Gonzalez-Caballero N., Rodriguez A, Lopes G., Carvalho P., Valenzuela, G., Ribeiro, J. M. 
Brazil, R. P., Cuervo, P.  
Expression of the mevalonate pathway enzymes in the Lutzomyia longipalpis (Diptera: 
Psychodidae) sex pheromone gland demonstrated by an integrated proteomic approach. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
20 
 
4 CAPITULO 4: 
“Exploração do transcriptoma da glândula de feromônio sexual de Lutzomyia longipalpis 
(Diptera: Psychodidae: Phlebotominae)” 
 
Gonzalez-Caballero, N. Valenzuela., G. Ribeiro, J. M., Cuervo, P., Brazil, R. P. 
Transcriptome exploration of the sex pheromone gland of Lutzomyia longipalpis 
(Diptera: Psychodidae: Phlebotominae). Artigo publicado Doi 10.1186/1756-3305-6-56. 
 
Este artigo foi publicado na revista Parasites & Vectors 2013, 6:56 (7 March 2013). Doi 
10.1186/1756-3305-6-56 e é referente aos objetivos especificos 2.2.1 e 2.2.2 
 
No presente artigo foi feita a análise de transcritos da glândula de feromônio sexual de 
machos da população de Lapinha de L longipalpis. No trabalho também foi realizada uma 
comparação dos transcritos obtidos dos tecidos adjacentes. Somente nas sequências obtidas 
da glândula de feromônio foram identificados transcritos de enzimas da via do acido 
mevalônico, resultado que nos permitiu propô-los como candidatos de participar na via 
biosintética do feromônio de L. longipalpis. Além desses resultados, possíveis transcritos de 
proteínas encarregadas no transporte de moléculas de odor/feromônios foram identificados 
nos três tergitos abdominais analisados. 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
21 
 
5 CAPITULO 5:   
“Expressão das enzimas da via do ácido mevalônico na glândula de feromônio sexual 
de Lutzomyia longipalpis (Diptera: Psychodidae) demostrada através de uma abordagem 
proteômica integrada” 
 
Gonzalez-Caballero N., Rodriguez A, Lopes G., Carvalho P., Valenzuela, G., Ribeiro, J. M. 
Brazil, R. P., Cuervo, P.  
Expression of the mevalonate pathway enzymes in the Lutzomyia longipalpis (Diptera: 
Psychodidae) sex pheromone gland demonstrated by an integrated proteomic approach. 
 
Os resultados deste manuscrito correspondem aos objetivos específicos 2.2.3 e 2.2.4 
 
O presente trabalho expande a nossa análise para a identificação das proteínas expressas na 
glândula de feromônio de machos de L. longipalpis. Através da eletroforese SDS (SDS-
PAGE), cromatografia líquida em linha com espectrometria de massa (LC-MS/MS) e análises 
dos dados foi possível realizar a caracterização proteômica da glândula de feromônio. Tendo 
em consideração que as sequências do genoma de Lutzomyia longipalpis ainda não estavam 
disponíveis no momento desta análise, nós projetamos um fluxo de trabalho alternativo para 
pesquisar os espectros de massas contra dois bancos de dados personalizados, utilizando três 
motores de busca: MASCOT, OMSSA e ProLuCid. Um total de 542 proteínas foi 
caracterizado, 445 delas, usando um banco de dados de proteínas Uniref100-inseto, e 97 
usando um banco de dados de sequencias de transcritos traduzidas. Os resultados incluem a 
identificação de seis das sete enzimas da via do mevalonato, mais enzimas envolvidas na 
biossíntese de sesquiterpeno. Propõe-se que estas proteínas em conjunto podem estar 
envolvidas na produção de feromônios neste inseto vetor. 
 
 
 
22 
 
6 DISCUSSÃO 
Aspectos da comunicação química, especialmente o uso de feromônios nos insetos 
permitem o entendimento de muitas questões biológicas e oferecem a oportunidade do 
desenvolvimento de estratégias de controle através da manipulação do comportamento 
reprodutivo. Dos estudos nesta área, nos insetos em geral, tem-se visto que a evolução 
múltipla e independente dos feromônios é ilustrada não só pela diversidade de compostos 
produzidos, mas também pela enorme variedade das glândulas secretoras (Wyatt, 2003). No 
que diz respeito ao estudo da ecologia química de um inseto de importância médico-
veterinaria como L. longipalpis uma das principais questões a serem respondidas é a de quais 
vias metabólicas são utilizados para que o processo biossintético ocorra. Neste sentido 
realizamos a caracterização da glândula de feromônio de machos de L. longipalpis através de 
análises de transcritos e de proteínas; e por este motivo a discussão que segue foi dividida em 
dois tópicos principais. 
6.1 Análise de sequencias de ESTs da glândula do feromônio sexual de L. longipalpis 
(Diptera: Psychodidae: Phlebotominae) 
Com o intuito de obter uma estimativa da complexidade do tecido em termos de 
expressão gênica foram isolados e analisados os transcritos obtidos do 4
o
 segmento 
abdominal (contendo a glândula) que por sua vez foram comparados com aqueles obtidos dos 
segmentos abdominais adjacentes (3° e 5°). Esta abordagem nos permitiu inferir as principais 
características bioquímicas destes tecidos representados nos produtos gênicos identificados. É 
interessante observar que foi necessário sequenciar apenas 1200 cDNAs de cada tecido (3547 
cDNAs sequênciados no total) para obter um perfil diferenciado entre eles, o que sugere que 
as sequências obtidas foram diversificadas o suficiente para ter uma boa representação dos 
transcritos presentes nos três segmentos abdominais. A maior parte das sequências (751) 
obtidas dos três tecidos apresentaram similaridade (E-val< 10E-5) com as sequências de 
referência depositadas nos bancos de dados consultados, enquanto que 636 contigs 
apresentaram baixas ou nenhuma similaridade com as sequências de referência. Este último 
grupo de transcritos pode estar representando por proteínas ainda desconhecidas especificas 
de L longipalpis ou por outro lado sequências derivadas de regiões menos conservadas de 
genes como observado em trabalhos do sialotranscriptoma de Anopheles gambiae (Arcà et 
al., 2005). Ou simplesmente sequencias ainda não descritas em nenhum inseto. 
23 
 
Após as analises de similaridades, os transcritos foram classificados em grupos 
funcionais com as moléculas de referência dos bancos de dados de proteínas não redundante 
do NCBI, do Gene Ontology e dos bancos de dados de domínios conservados (CDD). 
No 4
o
 segmento abdominal os transcritos mais abundantes, em relação aos obtidos nos 
segmentos vizinhos, foram aqueles agrupados nas categorias funcionais de síntese de 
proteínas e metabolismo energético. Resultado interessante, considerando que uma maior 
produção de proteínas na glândula de feromônio poderia estar relacionada com a expressão 
da maquinaria biossintética do feromônio o que implicaria um consequente maior consumo 
de energia neste segmento. Um padrão semelhante observou-se para os transcritos associados 
ao metabolismo lipídico, apesar de que a diferença foi estatisticamente significativa apenas 
entre os segmentos numero 4 e 5. A importância dos lipídios nos insetos é conhecida por 
constituírem substratos essências para o desenvolvimento de diferentes aspectos na vida dos 
insetos (Canavoso et al., 2001). Parte da versatilidade destas moléculas tem sido reconhecida 
por estarem vinculadas a reprodução, embriogênese, metamorfose e o vôo (revisto por 
Beenakkers et al., 1985; e por Arrese & Soulages, 2010). O metabolismo lipídico 
diferencialmente ativo no quarto segmento abdominal de L. longipalpis, é condizente com a 
observação das numerosas inclusões lipídicas e a abundancia de mitocôndrias nas células 
glandulares observadas através de estudos de ultraestrutura do mesmo tecido (Spiegel et al., 
2002, Spiegel et al., 2011). 
Transcritos associados a processos de oxidação/detoxificação também foram 
identificados em maior numero no quarto segmento abdominal em relação os restantes 
segmentos. Nesta classificação funcional encontram-se agrupados as sequências associadas às 
enzimas da via do ácido mevalônico obtidas apenas do 4° segmento abdominal (contendo a 
glândula feromônio). Ditas moléculas foram agrupadas em 10 contigs representando 4 das 7 
enzimas da via.  
Da mesma forma, entre as sequências agrupadas segundo a similaridade das proteínas 
relacionadas ao metabolismo intermediário foram identificadas aquelas similares aos 
transcritos da enzima farnesil difosfato sintase (FPPS) e da farnesol desidrogenase 
dependente do cofactor NADP+. Todos estes transcritos associados à produção de compostos 
isoprenóides foram encontrados unicamente no 4°segmento abdominal o que não é 
surpreendente, pois o sitio onde ocorre a produção de compostos terpenóides ativa os genes 
da via do acido mevalônico (Hojo et al., 2012; Keeling et al., 2012; Keeling et al., 2004). 
24 
 
Deste grupo de transcritos destacam-se as sequências potencialmente codificadoras da enzima 
3-hidroxi-3-metilglutaril Co A redutase (HMG-Rs). Tais moléculas, agrupadas em 2 contigs, 
apresentaram similaridade com as sequências descritas em outros dípteros como Aedes 
aegypti (Nene et al., 2007). A enzima HMG-R é considerada a reguladora da via do acido 
mevalonônico, já que catalisa o passo limitante da velocidade da síntese dos compostos 
isoprenóides (Bochar et al., 1999). A expressão diferenciada do gene que codifica esta 
enzima e, a sua associação com a produção de feromônios terpenóides, tem sido relatada em 
varias espécies de insetos coleópteros como Anthonomus grandis (Taban et al., 2006), Ips 
paraconfusus (Ivarsson et al., 1998), Ips pini (Hall et al., 2002a) e Dendroctonus jeffreyi 
(Hall et al., 2002b, Nardi et al., 2002). Além disso, em estudos utilizando compactin, 
composto químico que inibe a ação da HMG-R, Ivarson e colaboradores (1993) apresentaram 
evidências da importância desta enzima na produção de novo dos alcoóis monoterpenóides: 
ipsdienol e myrcenol, que são os feromônios produzidos pelos coleópteros machos da espécie 
Ips diplicatus.  
No que diz respeito às restantes enzimas da via, destaca-se a isopentenil difosfato delta 
isomerase (IDI), cujos transcritos foram separadas em dois grupos através da nossa analise 
filogenética, indicando uma possível ocorrência de isoformas da enzima na glândula de 
feromônio. Esta enzima catalisa a isomerização dos compostos de 5 carbonos (5C) 
isopentenil difosfato (IPP) e dimetilalil difosfato (DMAPP) que são os precursores dos 
compostos isoprenóides (Cane, 1999).  
Após a via do acido mevalônico, IPP e DMAPP são condensados pela ação da enzima 
geranil difosfato sintasa (GPPS) no composto (10C) geranil difosfato (GPP) para a produção 
de compostos monoterpenóides. A condensação adicional dos precursores (5C) no GPP é 
catalisada pela enzima farnesil difosfato sintase (FPPS) para a formação do farnesil difosfato 
que é o precursor dos sesquiterpenos (15C). Outra adição de um composto (5C) e catalisada 
pela enzima geranilgeranil difosfato sintase (GGPPS) para a formação do geranilgeranil 
difosfato (20C), precursor de compostos diterpenos (revisto em Blomquist et al., 2010). Nos 
nossos dados foram identificados transcritos relacionados à enzima FPPS, mas, nenhum 
transcrito associado à enzima GPPS, o que poderia indicar que FPPS possa estar envolvida na 
síntese dos dois compostos, GPP e FPP. Esta dupla atividade da enzima FPPS já tem sido 
proposta em estudos realizados com outros insetos (Lewis et al., 2008; Taban et al., 2009; 
Vandermoten et al., 2009b; Ma et al., 2010). Desde a primeira identificação da FPPS no 
25 
 
lepidóptero Agrotis ipsilon (Castillo‐Gracia & Couillaud, 1999) as pesquisas desta enzima 
têm sido realizadas em outras espécies (Kikuchi et al., 2001; Kinjoh et al., 2007; Cusson et 
al., 2006) e estendidas a insetos de ordens como Coleóptera (Taban et al., 2009), Hemiptera 
(Lewis et al., 2008; Ma et al., 2010; Zhang & Li, 2012) e Díptera (Sen et al., 2007). Embora 
tais evidências tenham sido mais frequentemente associadas com a biossíntese do hormônio 
juvenil, representações destas enzimas também foram implicadas na produção de feromônios 
terpenóides em alguns insetos (Lewis et al., 2008; Taban et al., 2009; Keeling et al., 2012). 
Alem da FPPS, sequências similares aos transcritos da oxidoreductase, farnesol 
desidrogenase dependente de NADP
+
, também foram achados. Esta enzima foi caracterizada 
como responsável da oxidação do farnesol a farnesal atividade associada à síntese do 
hormônio juvenil no corpus allatum do inseto Aedes aegypti (Mayoral et al., 2009).  
Contudo, as identificações das enzimas pertencentes à via do acido mevalônico foram 
facilitadas pela conservação da via do acido mevalônico entre insetos e vertebrados (Bellés et 
al., 2005). No entanto, tal característica não é observada nos últimos passos da produção dos 
compostos isoprenóides que envolvem várias vias que conduzem a diferentes produtos finais. 
Com exceção do hormônio juvenil (revisto em Jurenka, 2004), há pouca informação 
disponível sobre a biossíntese de compostos sesquiterpenóides cíclicos ou compostos 
homosesquiterpenóides em insetos. Neste contexto, o grupo de sequências obtidas a partir do 
4° segmento que não foram classificáveis neste trabalho pela baixa similaridade com as 
sequências de referências, constitui uma fonte de dados interessante para futuras pesquisas 
das moléculas potencialmente associadas para a produção de (S)-9- methylgermacreno B. 
Das sequências que apresentaram peptídeos sinais, que é uma indicação de secreção 
potencial, foi identificado um conjunto de moléculas com domínios preditos de proteínas 
ligantes de odores (OBP). Nos insetos, as proteínas desta família são ubíquas e estão 
especializadas no transporte de pequenos ligantes hidrofóbicos através de meios aquosos 
(Hekmat-Scafe et al., 2000). Outro grupo interessante de transcritos foram aqueles com 
elevado grau de semelhança às sequências de proteínas OS-D, ou proteínas de apêndices 
sensoriais (SAPs), referidas deste modo em base a sua associação com os órgãos sensoriais 
descritos em insetos (Wanner et al., 2004). Tendo em conta que tais proteínas são altamente 
conservadas entre as espécies, a identificação destes transcritos nos levou a considerar a 
possibilidade de que proteínas da família OS-D poderiam estar facilitando o transporte de 
feromônios entre a glândula e o ambiente externo, como foi visto em alguns lepidópteros 
26 
 
(Dani et al., 2011; Zhou et al., 2006). Transcritos de proteínas de ligação ao hormônio juvenil 
da hemolinfa (JHBP) também foram identificados. Por analogia ao papel do hormônio juvenil 
(JH) na regulação da produção de feromônio nos besouros, baratas e alguns lepidopteros 
(Tillman et al., 1998; Tillman et al., 1999; Rafaeli & Jurenka, 2003; Jurenka, 2004) uma 
possível expressão de JHBP nos tecidos aqui estudados pode indicar uma função semelhante 
em L. longipalpis. No entanto, também é possível que, devido à semelhança da estrutura 
química entre o JH e os feromônio 9-metilgermacrene-B de Lu longipalpis, as proteinas 
JHBP possam estar ligando tanto JH como o feromônio. 
No que diz respeito aos transcritos relacionados à maquinaria de 
detoxificação/oxidação foram identifcados aqueles associados à enzima citocromo P450 
monoxigenases (CYP), glutationa S-transferases (GSTs) e a epóxido hidrolase do hormônio 
juvenil (JHEH). O citocromo P450 é um grupo grande e diverso de enzimas (heme-proteínas) 
que estão envolvidas na biotransformação e metabolização de uma vasta gama de compostos 
endógenos e exógenos. Em insetos, estas proteínas são expressas em quase todos os tecidos 
(Feyereisen, 1999) atuando na metabolização de substâncias exógenas ou participando na 
biossíntese e degradação do hormônio juvenil, feromônios e ecdisteróides (Berenbaum, 2002; 
Schuler, 1996; Wen et al., 2003). No nosso trabalho os transcritos de CYP mais abundantes 
foram os pertencentes à família CYP4. Similarmente a abundancia de transcritos de proteínas 
citocromo P450, famílias CYP4 e CYP3 também foi recentemente descrita no transcriptoma 
de diferentes tecidos no inseto Dendroctonus ponderosae, incluindo o sitio de produção do 
feromônio terpenoide (Keeling et al., 2012.). Em relação às sequências relacionadas à 
glutationa S-transferases identificadas no nosso trabalho, estas apresentaram alta similaridade 
com aquelas previamente encontradas em fêmeas de L. longipalpis (Dillon et al., 2006). 
Além do seu papel no processo de desintoxicação, especialmente em insectos fitófagos 
(Wadleigh & Yu, 1987), as glutatione S transferases também têm sido associadas à 
degradação de odores em insetos (Robertson et al., 1999). As proteínas epóxido hidrolases do 
hormônio juvenil (JHEH) juntamente com as esterases do hormônio juvenil (JHE) são 
reconhecidas por desempenharem um papel na degradação do hormônio juvenil. É possível 
que a expressão desta proteína nos tecidos aqui estudados possa estar vinculada tanto à 
degradação de moléculas de JHs presentes na glândula ou por outro lado na degradação dos 
feromônios produzidos. Esta última função é sugerida em base à semelhança química 
observada entre o 9-metilgermacreno-B com o hormônio juvenil mencionado anteriormente. 
27 
 
6.2 Expressão das enzimas da via do ácido mevalônico na glândula de feromônio 
sexual de L. longipalpis (Diptera: Psychodidae) demostrada através de uma 
abordagem proteômica integrada” 
A elucidação da biossíntese do feromônio, ou dos mecanismos reguladores deste 
processo, podem permitir estratégias moleculares que resultem na interrupção do 
acasalamento e, consequentemente, o manejo das populações de L. longipalpis. Por exemplo, 
Chertemps e colaboradores (2006) demonstraram recentemente uma alteração no 
comportamento de corte e do acasalamento em Drosophila melanogaster após o uso de RNA 
interferência para os genes envolvidos na produção de feromônio de contato. Neste sentido a 
descrição do perfil de proteínas expressos na glândula de feromônio representa o primeiro 
passo na compreensão do processo de biossíntese que ocorre neste tecido especializado. 
Motivados pelos resultados obtidos na caracterização transcriptômica da glândula foi 
realizada uma análise proteômica do mesmo tecido. Numa espécie cujas sequências do 
genoma encontram-se disponíveis, a identificação dos dados do proteoma é realizada com 
base nas buscas contra as sequências anotadas. No entanto, levando em consideração que as 
sequências do genoma de L. longipalpis ainda não estavam disponíveis no momento desta 
analise, além disso, dados relacionados com a expressão de genes de glândulas de feromônio 
de outros insetos também são escassos, nós projetamos um fluxo de trabalho alternativo para 
lidar com estes obstáculos. Os espectros MS/MS obtidos foram investigados através do banco 
de dados que inclui sequências disponíveis para a classe Insecta no banco de dados no 
redundante UniRef100 da UniProt utilizando três motores de busca (OMSSA, ProLuCID e 
MASCOT). A base de dados escolhida foi a Insecta UniRef100 pois contém clusters de 
sequências de referência não redundantes de todas as espécies de insetos depositados no 
UniProt, totalizando 592.178 entradas (obtida em outubro de 2012). Com esta estratégia 
procurou-se em espaço de busca grande o suficiente para permitir a identificação por 
semelhança de proteínas de L. longipalpis, mas também estreito o suficiente para diminuir 
tanto os falsos positivos como o tempo investido nas buscas. Alem disso, e a fim de 
enriquecer nossas identificações, o motor de busca ProLuCID também foi usado para analisar 
os dados de MS/MS contra nossa própria base de dados obtida dos transcritos traduzidos da 
glândula de feromônio (1387 sequências traduzidas). Observou-se que as duas abordagens 
mostraram diferentes porções do proteoma com alguma sobreposição entre elas. A busca no 
banco de dados Insecta (Uniref 100) produziu um maior número de identificações do que 
aquela utilizando a base de dados do transctiptoma da glândula. Como os dados do 
28 
 
transcriptoma podem conter abundantes sequências curtas e considerando que o nosso critério 
de identificação foi de no mínimo dois peptídeos, possivelmente muitas identificações por 
correspondência em um único peptídeo foram descartados o que poderia explicar o baixo 
número de identificações. No entanto, a investigação usando os transcritos traduzidos 
permitiu a anotação de proteínas de L. longipalpis que não estão presentes no banco de dados 
de proteínas Insecta (Uniref100).  
O conhecimento sobre a expressão de proteínas de L. longipalpis ainda é muito 
limitado. Apenas 665 entradas de proteínas (não revisadas) de Lutzomyia spp estavam 
disponíveis no banco de dados Uniref100 quando foi realizado este estudo. Dessas, somente 
15 entradas contribuíram para a identificação de proteínas da glândula. O fluxo de trabalho 
utilizado aqui para caracterização proteômica da glândula de feromônio nos permitiu anotar 
515 novas proteínas para esta espécie (515/530). A busca no banco de dados das sequencias 
derivadas dos transcritos da glândula gerado anteriormente pelo nosso grupo contribuiu com 
uma fração de 16% (85/530) das identificações de proteínas.  
Seis das sete enzimas da via do ácido mevalônico foram identificadas através desta 
análise proteômica assim como as enzimas envolvidas na biossíntese do esqueleto dos 
compostos sesquiterpenóides e aquelas proteínas que têm sido associadas com o possível 
metabolismo de moléculas de odor/feromônio previamente identificadas por nosso grupo 
(Gonzalez-Caballero et al., 2013). Através de pesquisas no banco de dados STRING (Jensen 
et al., 2009; Szklarczyk et al., 2011), utilizado para analises apenas deste segundo artigo, foi 
possível também realizar associações funcionais in silico, das proteínas identificadas. Tendo 
confirmada a expressão das enzimas do acido mevalônico na glândula agora podemos usar 
uma variedade de ferramentas bioquímicas, genéticas e comportamentais para investigar a 
sua correlação com a biossíntese de feromônios. 
Em estudos com L. cruzi, que é considerada mais uma espécie do complexo 
Longipalpis (Brazil & Hamilton, 2002, Vigoder et al., 2010; Araki et al., 2009), e com L. 
longipalpis, numerosas inclusões lipídicas foram descritas por meio de uma de análise por 
microscopia eletrônica de transmissão da glândula de feromônio. A presença de tais 
estruturas sugeriram um possível papel dos lipídeos na síntese de feromônio como fonte de 
precursores de acetil-CoA, (Spiegel et al., 2002; Spiegel et al., 2004; Spiegel et al., 2011). 
Neste sentido é interessante destacar que na nossa análise foram também identificadas 
diversas proteínas candidatas a estarem potencialmente envolvidas no metabolismo lipídico 
29 
 
tais como a 3 cetoacil coenzima A tiolase, acil coenzima A oxidase, acil coenzima A 
desidrogenase, hidroxi acil coenzima A desidrogenase, 2-hidroxi acil-CoA-liase 1, acetil-
coenzima A carboxilase, ácido graxo sintase, ácido graxo sintase S-acetil-desidrogenase de 
cadeia curta, entre outros. Também foi identificada a enzima acetil coenzima A sintetase, que 
sintetiza acetil-CoA a partir de acetato, trifosfato de adenosina, e coenzima A através do 
composto acetil-monofosfato de adenosina (AMP) como intermédio (Millerd & Bonner, 
1954; Starai et al., 2002). Com a proximidade do corpo gorduroso das células glandulares 
(Spiegel et al., 2011), pode ser que este tecido seja a fonte dos precursores para a síntese de 
feromônio, na forma de triglicerídeos. Tais precursores estariam armazenados nas inclusões 
lipídicas, como observado em lepidópteros (Matsumoto et al., 2002; Fónagy et al., 2001). Por 
outro lado, estudos adicionais podem ajudar a explorar outras funções dessas inclusões 
lipídicas nas células produtoras de feromônio de L. longipalpis, tais como possíveis depósitos 
para o armazenamento de proteínas conforme observado em Drosophila (Cermelli et al., 
2006). 
O (S)-9-metillgermacreno-B, assim como 3-metilhimacaleno, que são os feromônios 
homosesquiterpenóides (16C) de duas populações de L. longipalpis, têm uma estrutura 
química ramificada muito semelhante a aquelas observadas no faranal, o feromônio de alarme 
da formiga Monomorium pharaoni (Ritter et al., 1977), e aos hormônios juvenis (JH) JH I e 
II, descritos em lepidópteros (Meyer et al., 1968; Meyer et al., 1970). Com base no 
conhecimento sobre a rota de biossíntese destes compostos homoterpenóides naturais, a 
produção dos feromônios de L. longipalpis possivelmente requer moléculas derivadas do 
homomevalonato tais como a 2E,6E,8S-8-metilfarnesol proposto por Tashiro e colaboradores 
(2000). Como demonstrado por Schooley e colaboradores (1973) o homomevalonato pode ser 
obtido pela condensação do ácido propanoico no lugar do ácido acético na clássica via do 
acido mevalônico. Seguidamente os derivados avançam através desta via para produzir 
homofarnesil difosfato para finalmente gerar compostos homoterpenóides (Francke & Schulz, 
1999). Assim, a especificidade de substrato para as preniltransferases que ocorrem nas 
glândulas de feromônio de diversas populações de L. longipalpis e a ciclização dos produtos 
nas reações finais para a biossíntese de feromônios representam assuntos interessantes para 
futuros estudos.  
 
 
30 
 
Considerações finais 
Nosso trabalho demonstrou a expressão das enzimas da via do ácido mevalônico na 
glândula de feromônio de L. longipalpis: tiolases, 3-hidroxi-3-metilglutaril coenzima A 
sintase (HMG-CoAS), 3-hidroxi-3-metilglutaril coenzima A reductase (HMG-CoAR), 
mevalonate kinase, fosfomevalonate quinase e isopentenil delta isomerase na glândula de 
feromônio. Além destas enzimas também foi possível obter evidencias de expressão dos 
genes envolvidos na produção de compostos sesquiterpenoides como a farnesil difosfato 
sintase e a farnesol desidrogenase dependente do cofactor NADP+. Nossos resultados 
reforçam a hipótese da possível participação do ciclo do ácido mevalônico e das enzimas 
preniltransferases na biossíntese dos feromônios em L. longipalpis. Pesquisas relacionados 
aos processos de regulação da expressão destas proteínas se fazem necessários para que 
estratégias de manipulação genética sejam empregadas. Por outro lado, estudos mas amplos 
envolvendo outras populações do complexo Longipalpis também se fazem necessárias para 
tentar correlacionar a produção de feromônios sob o ponto de vista evolutivo com a 
especiação incipiente dos membros de complexo (Araki et al., 2009).  
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
 
31 
 
7 REFERENCIAS 
Alberts B, Johnson A, Lewis J, Raff M, Roberts K, Walter P, B: Molecular Biology of the 
Cell, 4th edn. New York: Garland Science 2002. 
 
Amrein H: Pheromone perception and behavior in Drosophila. Curr Opin Neurobiol 2004, 
14(4):435-442. 
 
Antinori S, Schifanella L, Corbellino M: Leishmaniasis: new insights from an old and 
neglected disease. Eur J Clin Microbiol Infect Dis 2012, 31(2):109-118. 
 
Antony C, Davis TL, Carlson DA, Pechine JM, Jallon JM: Compared behavioral responses of 
maleDrosophila melanogaster (Canton S) to natural and synthetic aphrodisiacs. J 
Chem Ecol 1985, 11(12):1617-1629. 
 
Antony C, Jallon J-M: The chemical basis for sex recognition in Drosophila melanogaster. J 
Insect Physiol 1982, 28(10):873-880. 
 
Araki AS, Vigoder FM, Bauzer LG, Ferreira GE, Souza NA, Araujo IB, Hamilton JG, Brazil 
RP, Peixoto AA: Molecular and behavioral differentiation among Brazilian 
populations of Lutzomyia longipalpis (Diptera: Psychodidae: Phlebotominae). PLoS 
Negl Trop Dis 2009, 3(1):e365. 
 
Arcà B, Lombardo F, Valenzuela JG, Francischetti IMB, Marinotti O, Coluzzi M, Ribeiro 
JMC: An updated catalogue of salivary gland transcripts in the adult female mosquito, 
Anopheles gambiae. J Exp Biol 2005, 208(20):3971-3986. 
 
Arn H, Tóth M, Priesner E: Pherolist. Heinrick Arn.; 2000. 
 
Arrese EL, Soulages JL: Insect fat body: energy, metabolism, and regulation. Annu Rev 
Entomol 2010, 55:207-225. 
 
Arrivillaga J, Mutebi JP, Pinango H, Norris D, Alexander B, Feliciangeli MD, Lanzaro GC: 
The taxonomic status of genetically divergent populations of Lutzomyia longipalpis 
(Diptera: Psychodidae) based on the distribution of mitochondrial and isozyme 
variation. J Med Entomol 2003, 40(5):615-627. 
 
Artemiev MM: A classification of the subfamily Phlebotominae. Parassitologia 1991, 33 
Suppl:69-77. 
 
Azevedo ACd, Monteiro FA, Cabello PH, Souza NAd, Rosa-Freitas MG, Rangel EF: Studies 
on populations of Lutzomyia longipalpis (Lutz & Neiva, 1912) (Diptera: Psychodidae: 
Phlebotominae) in Brazil. Memórias do Instituto Oswaldo Cruz 2000, 95:305-322. 
 
Barreto M: Novos subgêneros de Lutzomyia França,1924 (Diptera, Psycodidae, subfamília 
Phlebotominae). Rev Ins Med Trop 1962, 4:91-110. 
 
32 
 
Barrett MP, Burchmore RJS, Stich A, Lazzari JO, Frasch AC, Cazzulo JJ, Krishna S: The 
trypanosomiases. The Lancet 2003, 362(9394):1469-1480. 
 
Barth R: Sôbre o aparelho genital interno do macho de Phlebotomus longipalpis (Lutz et 
Neiva, 1912): (Diptera, Psychodidae). Memórias do Instituto Oswaldo Cruz 1961, 
59:23-36. 
 
Bauzer LGSR, Souza NA, Maingon RDC, Peixoto AA: Lutzomyia longipalpis in Brazil: a 
complex or a single species? A mini-review. Mem Inst Oswaldo Cruz 2007, 102(1):1-
12. 
 
Beenakkers AM, Van der Horst DJ, Van Marrewijk WJ: Insect lipids and lipoproteins, and 
their role in physiological processes. Prog Lipid Res 1985, 24(1):19-67. 
 
Beggs KT, Glendining KA, Marechal NM, Vergoz V, Nakamura I, Slessor KN, Mercer AR: 
Queen pheromone modulates brain dopamine function in worker honey bees. Science 
Signalling 2007, 104(7):2460. 
 
Bellés X, Martin D, Piulachs MD: The mevalonate pathway and the synthesis of juvenile 
hormone in insects. Annu Rev Entomol 2005, 50:181-199. 
 
Berenbaum MR: Postgenomic chemical ecology: from genetic code to ecological 
interactions. J Chem Ecol 2002, 28(5):873-896. 
 
Blomquist GJ, Figueroa-Teran R, Aw M, Song M, Gorzalski A, Abbott NL, Chang E, 
Tittiger C: Pheromone production in bark beetles. Insect Biochem Mol Biol 2010, 
40(10):699-712. 
 
Blomquist GJ, Tillman-Wall JA, Guo L, Quilici DR, Gu P, Schal C: Hydrocarbon and 
hydrocarbon derived sex pheromones in insects: biochemistry and endocrine 
regulation. In: Insect Lipids: Chemistry and Biology. Edited by Stanley-Samuelson 
DW, Nelson DR1993: 317-351. 
 
Blomquist GJ, Vogt RG: Insect pheromone biochemistry and molecular biology: The 
biosynthesis and detection of pheromones and plant volatiles: Academic press; 2003. 
 
Bochar DA, Stauffacher CV, Rodwell VW: Sequence comparisons reveal two classes of 3-
hydroxy-3-methylglutaryl coenzyme A reductase. Mol Genet Metab 1999, 66(2):122-
127. 
 
Bray DP, Hamilton JGC: Host Odor Synergizes Attraction of Virgin Female Lutzomyia 
longipalpis (Diptera: Psychodidae). Journal of Medical Entomology 2007, 44(5):779-
787. 
 
Brazil RP, Brazil BG: Biologia de Flebotomíneos Tropicais. In: Flebotomíneos do Brasil. 
Edited by Rangel E, and Lainson R. Rio de Janeiro: Editora Fiocruz; 2003: 257-274. 
 
33 
 
Brazil RP, Hamilton JG: Isolation and identification of 9-methylgermacrene-B as the putative 
sex pheromone of Lutzomyia cruzi (Mangabeira, 1938) (Diptera: Psychodidae). Mem 
Inst Oswaldo Cruz 2002, 97(3):435-436. 
 
Brazil RP, Passos WL, Brazil BG, Temeljkovitch M, Filho JDA: Diptera, Psychodidae, 
Phlebotominae Rondani, 1840: Range extension and new records from lowland 
Bolivia. Check List 2010, 6(4):587-588. 
 
Brown TA: Gene cloning and DNA analysis: an introduction, 5th edn. Malden, MA 
Blackwell Pub; 2006. 
 
Buchanan BB, Gruissem W, Jones RL: Biochemistry & molecular biology of plants. 
Rockville, Md. USA: American Society of Plant Physiologists 2000. 
 
Burse A, Frick S, Schmidt A, Buechler R, Kunert M, Gershenzon J, Brandt W, Boland W: 
Implication of HMGR in homeostasis of sequestered and de novo produced 
precursors of the iridoid biosynthesis in leaf beetle larvae. Insect Biochemistry and 
Molecular Biology 2008, 38(1):76-88. 
 
Butenandt A, Beckmann R, Stamm R, und Hecker E: Uber den Sexuallockstoff des 
Seidenspinners Bombyx mori, Reindarstellung und Konstitution. Z Naturforsch 1959, 
14:283-284. 
 
Canavoso LE, Jouni ZE, Karnas KJ, Pennington JE, Wells MA: Fat metabolism in insects. 
Annu Rev Nutr 2001, 21(1):23-46. 
 
Cane DE: Isoprenoid Biosynthesis: Overview. In: Comprehensive Natural Products 
Chemistry. Edited by Editors-in-Chief:  Otto M-C, Sir Derek B, Koji NakanishiA2 - 
Editors-in-Chief:  Otto Meth-Cohn SDB, Koji N. Oxford: Pergamon; 1999: 1-13. 
 
Carlson DA, Langley PA, Huyton P: Sex pheromone of the tsetse fly: isolation, 
identification, and synthesis of contact aphrodisiacs. Science 1978, 201(4357):750-
753. 
 
Carlson DA, Mayer MS, Silhacek DL, James JD, Beroza M, Bierl BA: Sex attractant 
pheromone of the house fly: isolation, identification and synthesis. Science 1971, 
174(4004):76-78. 
 
Castillo‐Gracia M, Couillaud F: Molecular cloning and tissue expression of an insect farnesyl 
diphosphate synthase. Eur J Biochem 1999, 262(2):365-370. 
 
Cermelli S, Guo Y, Gross SP, Welte MA: The Lipid-Droplet Proteome Reveals that Droplets 
Are a Protein-Storage Depot. Curr Biol 2006, 16(18):1783-1795. 
 
Chappuis F, Sundar S, Hailu A, Ghalib H, Rijal S, Peeling RW, Alvar J, Boelaert M: Visceral 
leishmaniasis: what are the needs for diagnosis, treatment and control? Nat Rev 
Microbiol 2007, 5(11):873-882. 
 
34 
 
Chertemps T, Duportets L, Labeur C, Ueyama M, Wicker-Thomas C: A female-specific 
desaturase gene responsible for diene hydrocarbon biosynthesis and courtship 
behaviour in Drosophila melanogaster. Insect Molecular Biology 2006, 15(4):465-
473. 
 
Colwell DD, Dantas-Torres F, Otranto D: Vector-borne parasitic zoonoses: Emerging 
scenarios and new perspectives. Vet Parasitol 2011, 182(1):14-21. 
 
Conte YL, Hefetz A: Primer pheromones in social hymenoptera. Annu Rev Entomol 2008, 
53:523-542. 
 
Cunningham AC: Parasitic adaptive mechanisms in infection by leishmania. Exp Mol Pathol 
2002, 72(2):132-141. 
 
Cusson M, Béliveau C, Sen SE, Vandermoten S, Rutledge RG, Stewart D, Francis F, 
Haubruge É, Rehse P, Huggins DJ et al: Characterization and tissue-specific 
expression of two lepidopteran farnesyl diphosphate synthase homologs: Implications 
for the biosynthesis of ethyl-substituted juvenile hormones. Proteins 2006, 65(3):742-
758. 
 
Dani FR, Michelucci E, Francese S, Mastrobuoni G, Cappellozza S, La Marca G, Niccolini 
A, Felicioli A, Moneti G, Pelosi P: Odorant-binding proteins and chemosensory 
proteins in pheromone detection and release in the silkmoth Bombyx mori. Chem 
Senses 2011, 36(4):335-344. 
 
de Mazo L, Vit S: Contribution to the knowledge of Palearctic Batrisinae (Colopetera: 
Pselaphidae). Antennal male glands of Batrisus Aubé and Batrisodes Reitter: 
Morponogy, histology and taxanomical implications. Entomologica 1983, 18:77-110. 
 
de Pita-Pereira D, Cardoso MAB, Alves CR, Brazil RP, Britto C: Detection of natural 
infection in Lutzomyia cruzi and Lutzomyia forattinii (Diptera: Psychodidae: 
Phlebotominae) by Leishmania infantum chagasi in an endemic area of visceral 
leishmaniasis in Brazil using a PCR multiplex assay. Acta Trop 2008, 107(1):66-69. 
 
Demain A: Microbial production of primary metabolites. Naturwissenschaften 1980, 
67(12):582-587. 
 
Desjeux P: Leishmaniasis. Public health aspects and control. Clin Dermatol 1996, 14(5):417-
423. 
 
Desjeux P: Focus: Leishmaniasis. Nat Rev Micro 2004, 2(9):692-693. 
 
Dillon RJ, Ivens AC, Churcher C, Holroyd N, Quail MA, Rogers ME, Soares MB, Bonaldo 
MF, Casavant TL, Lehane MJ et al: Analysis of ESTs from Lutzomyia longipalpis 
sand flies and their contribution toward understanding the insect-parasite relationship. 
Genomics 2006, 88(6):831-840. 
 
35 
 
Eiras AE: Mediadores quimicos entre hospedeiros e insetos vetores de doenças medico-
veterinarias. In: Feromônios de insetos: Biologia, Química e Aplicação Edited by 
Vilela EF, Lúcia T. Ribeirão Preto: Holos; 2001: 1-206. 
 
El-Sayed A: Database of Insect Pheromones and Semiochemicals. 
http://www.pherobase.com. 2012. 
 
EPA-United States Environmental Protection Agency. [http://www.epa.gov/] 
 
Erbilgin N, Powell JS, Raffa KF: Effect of varying monoterpene concentrations on the 
response of Ips pini (Coleoptera: Scolytidae) to its aggregation pheromone: 
implications for pest management and ecology of bark beetles. Agricultural and 
Forest Entomology 2003, 5(4):269-274. 
 
Faustini DL, Burkholder WE, Laub RJ: Sexually dimorphic setiferous sex patch in the male 
red flour beetle,Tribolium castaneum (Herbst) (Coleoptera: Tenebrionidae): Site of 
aggregation pheromone production. J Chem Ecol 1981, 7(2):465-480. 
 
Feuerborn HJ: Der sexuelle Reizapparat (Schmuck-, Duft- und Berührungsorgane) der 
Psychodiden nach biologischen und physiologischen Gesichtspunkten untersucht: 
zugleich ein Beitrag zur Kenntnis der Physiologie der Sinnesorgane und der Organe 
des Geslechts- und Bereitschaftsduftes: Nicolai; 1922. 
 
Feyereisen R: Insect P450 enzymes. Annu Rev Entomol 1999, 44(1):507-533. 
 
Firn RD, Jones CG: A Darwinian view of metabolism: molecular properties determine 
fitness. Journal of Experimental Botany 2009, 60(3):719-726. 
 
Fónagy A, Yokoyama N, Matsumoto S: Physiological status and change of cytoplasmic lipid 
droplets in the pheromone-producing cells of the silkmoth, Bombyx mori 
(Lepidoptera, Bombycidae). Arthropod Struct Dev 2001, 30(2):113-123. 
 
Forattini OP: Entomologia médica: Psychodidae. Leishmaniose. Bartonelose, vol. 4. São 
Paulo: Universidade de São Paulo. Faculdade de Higiene e Saúde Pública, 
Departamento de Parasitololgia; 1973. 
 
Francke W, Dettner K: Chemical Signalling in Beetles. In: The Chemistry of Pheromones 
and Other Semiochemicals II. Edited by Schulz S, vol. 240: Springer Berlin 
Heidelberg; 2005: 85-166. 
 
Francke W, Schulz S: Pheromones. Comprehensive natural products chemistry 1999, 8:197-
261. 
 
Galati E: Morfologia e taxonomia 2.1:Classificação de flebotominae. In: Flebotomineos do 
Brasil. Edited by Rangel E, and Lainson R. Rio de Janeiro: Editora Fiocruz; 2003: 23-
52. 
 
36 
 
Galati EA, Nunes VL, Rego Junior Fde A, Oshiro ET, Chang MR: Phlebotomines (Diptera: 
Psychodidae) focusing visceral leishmaniasis in the State of Mato Grosso do Sul, 
Brazil. Rev Saude Publica 1997, 31(4):378-390. 
 
Gonzalez-Caballero N, Valenzuela JG, Ribeiro JM, Cuervo P, Brazil RP: Transcriptome 
exploration of the sex pheromone gland of Lutzomyia longipalpis (Diptera: 
Psychodidae: Phlebotominae). Parasit Vectors 2013, 6(1):56. 
 
Grozinger CM, Sharabash NM, Whitfield CW, Robinson GE: Pheromone-mediated gene 
expression in the honey bee brain. Proc Natl Acad Sci U S A 2003, 100(Suppl 
2):14519-14525. 
 
Hall GM, Tittiger C, Andrews GL, Mastick GS, Kuenzli M, Luo X, Seybold SJ, Blomquist 
GJ: Midgut tissue of male pine engraver, Ips pini, synthesizes monoterpenoid 
pheromone component ipsdienol de novo. Die Naturwissenschaften 2002a, 89(2):79-
83. 
 
Hall GM, Tittiger C, Blomquist GJ, Andrews GL, Mastick GS, Barkawi LS, Bengoa C, 
Seybold SJ: Male jeffrey pine beetle, Dendroctonus jeffreyi, synthesizes the 
pheromone component frontalin in anterior midgut tissue. Insect Biochem Mol Biol 
2002b, 32(11):1525-1532. 
 
Hamilton GCJ, M. Hooper A, A. Pickett J, Mori K, Sano S: 3-Methyl-α-himachalene is 
confirmed, and the relative stereochemistry defined, by synthesis as the sex 
pheromone of the sandfly Lutzomyia longipalpis from Jacobina, Brazil Chem 
Commun 1999b(4):355-356. 
 
Hamilton JG: Sandfly pheromones. Their biology and potential for use in control programs. 
Parasite (Paris, France) 2008, 15(3):252-256. 
 
Hamilton JG, Brazil RP, Campbell-Lendrum D, Davies CR, Kelly DW, Pessoa FA, de 
Queiroz RG: Distribution of putative male sex pheromones among Lutzomyia 
sandflies (Diptera: Psychodidae). Ann Trop Med Parasitol 2002, 96(1):83-92. 
 
Hamilton JGC, Brazil RP, Morgan ED, Alexander B: Chemical analysis of oxygenated 
homosesquiterpenes: a putative sex pheromone from Lutzomyia lichyi (Diptera: 
Psychodidae). Bulletin of Entomological Research 1999c, 89(02):139-145. 
 
Hamilton JGC, Dawson GW, Pickett JA: 9-Methylgermacrene-B; proposed structure for 
novel homosesquiterpene from the sex pheromone glands of Lutzomyia longipalpis 
(Diptera: Psychodidae) from Lapinha, Brazil. J Chem Ecol 1996a, 22(8):1477-1491. 
 
Hamilton JGC, Dawson GW, Pickett JA: 3-Methyl-α-himachalene: Proposed structure for 
novel homosesquiterpene sex pheromone of Lutzomyia longipalpis (diptera: 
Psychodidae) from Jacobina, Brazil. J Chem Ecol 1996b, 22(12):2331-2340. 
 
37 
 
Hamilton JGC, Dougherty MJ, Ward RD: Sex pheromone activity in a single component of 
tergal gland extract of Lutzomyia longipalpis (Diptera: Psychodidae) from Jacobina, 
Northeastern Brazil. J Chem Ecol 1994, 20(1):141-151. 
 
Hamilton JGC, Ibbotson HC, Hooper AM, Pickett JA: 9-Methylgermacrene-B is confirmed 
as the sex pheromone of the sandfly Lutzomyia longipalpis from Lapinha, Brazil, and 
the absolute stereochemistry defined as S. Chem Commun 1999a(23):2335-2336. 
 
Hekmat-Scafe DS, Dorit RL, Carlson JR: Molecular Evolution of Odorant-Binding Protein 
Genes OS-E and OS-F in Drosophila. Genetics 2000, 155(1):117-127. 
 
Hojo M, Maekawa K, Saitoh S, Shigenobu S, Miura T, Hayashi Y, Tokuda G, Maekawa H: 
Exploration and characterization of genes involved in the synthesis of diterpene 
defence secretion in nasute termite soldiers. Insect Mol Biol 2012. 
 
Holman L, Jørgensen CG, Nielsen J, d'Ettorre P, Holman L, Jørgensen CG, Nielsen J, 
d'Ettorre P: Identification of an ant queen pheromone regulating worker sterility. 
Proceedings of the Royal Society B: Biological Sciences 2010, 277(1701):3793-3800. 
 
Hotez P, Ottesen E, Fenwick A, Molyneux D: The Neglected Tropical Diseases: The Ancient 
Afflictions of Stigma and Poverty and the Prospects for their Control and Elimination. 
In: Hot Topics in Infection and Immunity in Children III. Edited by Pollard A, Finn 
A, vol. 582: Springer US; 2006: 23-33. 
 
Ismail MT, Kremer M: Determination of the site of pheromone emission in the virgin females 
Culicoides nubeculosus Meigen (Diptera: Ceratopogonidae). J Insect Physiol 1983, 
29(3):221-224. 
 
Ivarsson P, Schlyter F, Birgersson G: Demonstration of de Novo pheromone biosynthesis in 
Ips duplicatus (Coleoptera: Scolytidae): inhibition of Ipsdienol and E-Myrcenol 
production by compactin. Insect Biochem Mol Biol 1993, 23(6):655-662. 
 
Ivarsson P, Tittiger C, Blomquist C, Borgeson CE, Seybold SJ, Blomquist GJ, Högberg HE: 
Pheromone precursor synthesis is localized in the metathorax of Ips paraconfusus 
Lanier (Coleoptera: Scolytidae). Naturwissenschaften 1998, 85(10):507-511. 
 
Jarvis EK, Rutledge LC: Laboratory observations on mating and leklike aggregations in 
Lutzomyia longipalpis (Diptera: Psychodidae). J Med Entomol 1992, 29(2):171-177. 
 
Jensen LJ, Kuhn M, Stark M, Chaffron S, Creevey C, Muller J, Doerks T, Julien P, Roth A, 
Simonovic M et al: STRING 8—a global view on proteins and their functional 
interactions in 630 organisms. Nucleic Acids Res 2009, 37(suppl 1):D412-D416. 
 
Jones TM, Hamilton JGC: A role for pheromones in mate choice in a lekking sandfly. Anim 
Behav 1998, 56(4):891-898. 
 
Jordan AM: Control of tsetse flies (Diptera: Glossinidae) with the aid of attractants. J Am 
Mosq Control Assoc 1995, 11(2 Pt 2):249-255. 
38 
 
 
Jurenka R: Insect Pheromone Biosynthesis. In: The Chemistry of Pheromones and Other 
Semiochemicals I. Edited by Schulz S, vol. 239. Berlin: Springer Berlin Heidelberg; 
2004: 97-132. 
 
Jutsum A, Gordon R: Insect pheromones in plant protection: John Wiley & Sons Limited; 
1989. 
 
Kamhawi S: Phlebotomine sand flies and Leishmania parasites: friends or foes? Trends in 
Parasitology 2006, 22(9):439-445. 
 
Karlson P, Butenandt A: Pheromones (ectohormones) in insects. Annu Rev Entomol 1959, 
4(1):39-58. 
 
Keeling C, Blomquist G, Tittiger C: Coordinated gene expression for pheromone 
biosynthesis in the pine engraver beetle, Ips pini (Coleoptera: Scolytidae). 
Naturwissenschaften 2004, 91(7):324-328. 
 
Keeling CI, Henderson H, Li M, Yuen M, Clark EL, Fraser JD, Huber DP, Liao NY, Docking 
TR, Birol I et al: Transcriptome and full-length cDNA resources for the mountain 
pine beetle, Dendroctonus ponderosae Hopkins, a major insect pest of pine forests. 
Insect Biochem Mol Biol 2012, 42(8):525-536. 
 
Kelly DW, Dye C: Pheromones, kairomones and the aggregation dynamics of the sandfly 
Lutzomyia longipalpis. Anim Behav 1997, 53(4):721-731. 
 
Kikuchi K, Hirai M, Shiotsuki T: Molecular cloning and tissue distribution of farnesyl 
pyrophosphate synthase from the silkworm Bombyx mori. J Insect Biotechnol Sericol 
2001, 70. 
 
Killick-Kendrick R: Phlebotomine vectors of the leishmaniases: a review. Med Vet Entomol 
1990, 4(1):1-24. 
 
Killick-Kendrick R: The biology and control of phlebotomine sand flies. Clin Dermatol 1999, 
17(3):279-289. 
 
Kinjoh T, Kaneko Y, Itoyama K, Mita K, Hiruma K, Shinoda T: Control of juvenile hormone 
biosynthesis in Bombyx mori: Cloning of the enzymes in the mevalonate pathway and 
assessment of their developmental expression in the corpora allata. Insect Biochem 
Mol Biol 2007, 37(8):808-818. 
 
Knipple DC, Rosenfield C-L, Miller SJ, Liu W, Tang J, Ma PWK, Roelofs WL: Cloning and 
functional expression of a cDNA encoding a pheromone gland-specific acyl-CoA 
Δ11-desaturase of the cabbage looper moth, Trichoplusia ni. Proceedings of the 
National Academy of Sciences 1998, 95(26):15287-15292. 
 
39 
 
Lane R, Phillips A, Molyneux DH, Procter G, Ward RD: Chemical analysis of the abdominal 
glands of two forms of Lutzomyia longipalpis: site of a possible sex pheromone? Ann 
Trop Med Parasitol 1985, 79(2):225-229. 
 
Lane R, Ward R: The morphology and possible function of abdominal patches in males of 
two forms of the leishmaniasis vector Lutzomyia longipalpis (Diptera: 
Phlebotominae) Cahiers-ORSTOM Série Entomol Mèd Parasit 1984, 22(3):245-249. 
 
Lane RP, Bernardes Dde S: Histology and ultrastructure of pheromone secreting glands in 
males of the phlebotomine sandfly Lutzomyia longipalpis. Ann Trop Med Parasitol 
1990, 84(1):53-61. 
 
Langley PA, Carlson DA: Biosynthesis of contact sex pheromone in the female tsetse fly, 
Glossina morsitans morsitans Westwood. J Insect Physiol 1983, 29(11):825-831. 
 
Lanzaro GC, Ostrovska K, Herrero MV, Lawyer PG, Warburg A: Lutzomyia longipalpis is a 
species complex: genetic divergence and interspecific hybrid sterility among three 
populations. Am J Trop Med Hyg 1993, 48(6):839-847. 
 
Law JH, Regnier FE: Pheromones. Annu Rev Biochem 1971, 40(1):533-548. 
 
Leal W, Oehlschlager A, Zarbin PG, Hidalgo E, Shannon P, Murata Y, Gonzalez L, Andrade 
R, Ono M: Sex Pheromone of the Scarab Beetle Phyllophaga elenans and Some 
Intriguing Minor Components. J Chem Ecol 2003, 29(1):15-25. 
 
Leal WS: Scarab beetles. In: Pheromones of non-lepidopteran insects associated with 
agricultural plants. Edited by Hardie J, Minks AK. New York: CAB International; 
1999: 51-68. 
 
Leal WS, Zarbin PHG, Wojtasek H, Ferreira JT: Biosynthesis of scarab beetle pheromones. 
Eur J Biochem 1999, 259(1-2):175-180. 
 
Lewis DJ, Young DG, Fairchild GB, Minter DM: Proposals for a stable classification of the 
Phlebotomine sandflies (Diptera: Psychodidae). Systematic Entomology 1977, 
2(4):319-332. 
 
Lewis MJ, Prosser IM, Mohib A, Field LM: Cloning and characterisation of a 
prenyltransferase from the aphid Myzus persicae with potential involvement in alarm 
pheromone biosynthesis. Insect Mol Biol 2008, 17(4):437-443. 
 
Linn C, Roelofs W: Response specificity of male moths to multicomponent pheromones. 
Chem Senses 1989, 14(3):421-437. 
 
Lins RM, Souza NA, Peixoto AA: Genetic divergence between two sympatric species of the 
Lutzomyia longipalpis complex in the paralytic gene, a locus associated with 
insecticide resistance and lovesong production. Mem Inst Oswaldo Cruz 2008, 
103(7):736-740. 
 
40 
 
Lorenz M, Boland W, Dettner K: Biosynthesis of Iridodials in the Defense Glands of Beetle 
Larvae (Chrysomelinae). Angewandte Chemie International Edition in English 1993, 
32(6):912-914. 
 
Ma GY, Sun XF, Zhang YL, Li ZX, Shen ZR: Molecular cloning and characterization of a 
prenyltransferase from the cotton aphid, Aphis gossypii. Insect Biochem Mol Biol 
2010, 40(7):552-561. 
 
Ma PWK, Ramaswamy SB, Blomquist G, Vogt R: Biology and ultrastructure of sex 
pheromone-producing tissue. Insect pheromone biochemistry and molecular biology: 
the biosynthesis and detection of pheromone and plant volatiles 2003:19-51. 
 
Maingon RD, Ward RD, Hamilton JG, Noyes HA, Souza N, Kemp SJ, Watts PC: Genetic 
identification of two sibling species of Lutzomyia longipalpis (Diptera: Psychodidae) 
that produce distinct male sex pheromones in Sobral, Ceara State, Brazil. Mol Ecol 
2003, 12(7):1879-1894. 
 
Maingon RDC, Ward RD, Hamilton JGC, Bauzer LGSR, Peixoto AA: The Lutzomyia 
longipalpis species complex: does population sub-structure matter to Leishmania 
transmission? Trends in parasitology 2008, 24(1):12-17. 
 
Mangabeira OF: Sobre a sistemática e biologia dos Phlebotomus do Ceará. Revista Brasileira 
Malariol Doenças Tropicais 1969, 12:3-26. 
 
Mann J: Secondary Metabolism and Ecology. In: Chemical aspects of biosynthesis, 1st edn. 
New York: Oxford University Press 1994: 303-328. 
 
Martins AV, Williams P, Falcão A: American sand flies (Diptera: Psychodidae, 
Phlebotominae). Rio de Janeiro: Acad Bras de Ciênc 1978. 
 
Matsumoto S, Fónagy A, Yamamoto M, Wang F, Yokoyama N, Esumi Y, Suzuki Y: 
Chemical characterization of cytoplasmic lipid droplets in the pheromone-producing 
cells of the silkmoth, Bombyx mori. Insect Biochem Mol Biol 2002, 32(11):1447-
1455. 
 
Mayoral JG, Nouzova M, Navare A, Noriega FG: NADP+-dependent farnesol 
dehydrogenase, a corpora allata enzyme involved in juvenile hormone synthesis. 
PNAS 2009, 106(50):21091-21096. 
 
Merivee E, Erm A: Studies on sex pheromone gland morphology and pheromone components 
in female elaterid beetles Agriotes obscurus L. and Agriotes lineatus L.(Coleoptera. 
Elateridae). In: Proc. Est. Acad. Sci. Biol. Ecol1993: 108-117. 
 
Meyer AS, Hanzmann E, Schneiderman HA, Gilbert LI, Boyette M: The isolation and 
identification of the two juvenile hormones from the Cecropia silk moth. Arch 
Biochem Biophys 1970, 137(1):190-213. 
 
41 
 
Meyer AS, Schneiderman HA, Hanzmann E, Ko JH: The two juvenile hormones from the 
cecropia silk moth. Proc Natl Acad Sci U S A 1968, 60(3):853-860. 
 
Millar JG: Polyene hydrocarbons and epoxides: a second major class of lepidopteran sex 
attractant pheromones. Annu Rev Entomol 2000, 45(1):575-604. 
 
Millerd A, Bonner J: Acetate activation and acetoacetate formation in plant systems. Arch 
Biochem Biophys 1954, 49(2):343-355. 
 
Minor A, Kaissling KE: Cell responses to single pheromone molecules may reflect the 
activation kinetics of olfactory receptor molecules. Journal of Comparative 
Physiology A: Neuroethology, Sensory, Neural, and Behavioral Physiology 2003, 
189(3):221-230. 
 
Morgan D: Biosynthesis in Insects. Great Britain: Royal Society of Chemistry; 2010. 
 
Morse RA: Honey Bee1 Alarm Pheromone: Another Function. Ann Entomol Soc Am 1972, 
65(6):1430-1430. 
 
Morton IE, Ward RD: Laboratory response of female Lutzomyia longipalpis sandflies to a 
host and male pheromone source over distance. Med Vet Entomol 1989, 3(3):219-
223. 
 
Mukhopadhyay J, Ghosh K, Azevedo AC, Rangel EF, Munstermann LE: Genetic 
polymorphism of morphological and biochemical characters in a Natal, Brazil, 
population of Lutzomyia longipalpis (Diptera: Psychodidae). J Am Mosq Control 
Assoc 1998, 14(3):277-282. 
 
Mutebi JP, Alexander B, Sherlock I, Wellington J, Souza AA, Shaw J, Rangel EF, Lanzaro 
GC: Breeding structure of the sand fly Lutzomyia longipalpis (Lutz & Neiva) in 
Brazil. Am J Trop Med Hyg 1999, 61(1):149-157. 
 
Nardi J, Young AG, Ujhelyi E, Tittiger C, Lehane M, Blomquist G: Specialization of midgut 
cells for synthesis of male isoprenoid pheromone components in two scolytid beetles, 
Dendroctonus jeffreyi and Ips pini. Tissue Cell 2002, 34(4):221-231. 
 
Nardi JB, Dowd PF, Bartelt RJ: Fine structure of cells specialized for secretion of 
aggregation pheromone in a nitidulid beetle Carpophilus freemani (coleoptera: 
Nitidulidae). Tissue Cell 1996, 28(1):43-52. 
 
Nelson D, Blomquist G: Insect waxes. In: Waxes: chemistry, molecular biology and 
functions. Edited by R.J. H1995: 1-90. 
 
Nene V, Wortman JR, Lawson D, Haas B, Kodira C, Tu ZJ, Loftus B, Xi Z, Megy K, 
Grabherr M: Genome sequence of Aedes aegypti, a major arbovirus vector. Science's 
STKE 2007, 316(5832):1718. 
 
42 
 
Nigam Y, Ward RD: The effect of male sandfly pheromone and host factors as attractants for 
female Lutzomyia longipalpis (Diptera: Psychodidae). Physiol Entomol 1991, 
16(3):305-312. 
 
Nordlund DA, Lewis W: Terminology of chemical releasing stimuli in intraspecific and 
interspecific interactions. J Chem Ecol 1976, 2(2):211-220. 
 
Visceral leishmaniasis [http://www.who.int/tdr/diseases-topics/leishmaniasis/en/index.html] 
 
Oshaghi MA, McCall PJ, Ward RD: Response of adult sandflies, Lutzomyia longipalpis 
(Diptera: Psychodidae), to sticky traps baited with host odour and tested in the 
laboratory. Ann Trop Med Parasitol 1994, 88(4):439-444. 
 
Pinto IS, Filho JD, Santos CB, Falqueto A, Leite YL: Phylogenetic relationships among 
species of Lutzomyia, subgenus Lutzomyia (Diptera: Psychodidae). J Med Entomol 
2010, 47(1):16-21. 
 
Pinto MC, Campbell-Lendrum DH, Lozovei AL, Teodoro U, Davies CR: Phlebotomine 
sandfly responses to carbon dioxide and human odour in the field. Med Vet Entomol 
2001, 15(2):132-139. 
 
Plarre R, Vanderwel D: Stored-product beetles. In: Pheromones of non-lepidopteran insects 
associated with agricultural plants. CABI Publishing, Oxford, UK. Edited by Hardie J, 
Minks AK. Wallingford: CAB International; 1999: 140-198. 
 
Price PW, Bouton CE, Gross P, McPheron BA, Thompson JN, Weis AE: Interactions among 
three trophic levels: influence of plants on interactions between insect herbivores and 
natural enemies. Annual Review of Ecology and Systematics 1980:41-65. 
 
Pureswaran DS, Gries R, Borden JH, Pierce JHD: Dynamics of pheromone production and 
communication in the mountain pine beetle, Dendroctonus ponderosae Hopkins, and 
the pine engraver, Ips pini (Say) (Coleoptera: Scolytidae). Chemoecology 2000, 
10(4):153-168. 
 
Quinnell RJ, Dye C: An experimental study of the peridomestic distribution of Lutzomyia 
longipalpis (Diptera: Psychodidae). Bull Entomol Res 1994, 84(03):379-382. 
 
Quinnell RJ, Dye C, Shaw JJ: Host preferences of the phlebotomine sandfly Lutzomyia 
longipalpis in Amazonian Brazil. Med Vet Entomol 1992, 6(3):195-200. 
 
Rafaeli A, Jurenka RA: PBAN regulation of pheromone biosynthesis in female moths. In: 
heromone biochemistry and molecular biology2003: 107-136. 
 
Ready PD: Biology of phlebotomine sand flies as vectors of disease agents. Annu Rev 
Entomol 2013, 58:227-250. 
 
43 
 
Ritter FJ, Brüggemann-Rotgans IEM, Verwiel PEJ, Persoons CJ, Talman E: Trail pheromone 
of the Pharaoh's ant, monomorium pharaonis: isolation and identification of faranal, a 
terpenoid related to juvenile hormone II. Tetrahedron Lett 1977, 18(30):2617-2618. 
 
Robertson H, Martos R, Sears C, Todres E, Walden K, Nardi J: Diversity of odourant binding 
proteins revealed by an expressed sequence tag project on male Manduca sexta moth 
antennae. Insect Mol Biol 1999, 8(4):501-518. 
 
Roelofs WL, Rooney AP: Molecular genetics and evolution of pheromone biosynthesis in 
Lepidoptera. Proceedings of the National Academy of Sciences 2003, 100(16):9179-
9184. 
 
Rogoff WM, Beltz AD, Johnsen JO, Plapp FW: A sex pheromone in the housefly, Musca 
domestica L. J Insect Physiol 1964, 10(2):239-246. 
 
Rohoušová I, Subrahmanyam S, Volfová V, Mu J, Volf P, Valenzuela JG, Jochim RC: 
Salivary Gland Transcriptomes and Proteomes of <italic>Phlebotomus tobbi</italic> 
and <italic>Phlebotomus sergenti</italic>, Vectors of Leishmaniasis. PLoS Negl 
Trop Dis 2012, 6(5):e1660. 
 
Romero GA, Boelaert M: Control of visceral leishmaniasis in latin america-a systematic 
review. PLoS Negl Trop Dis 2010, 4(1):e584. 
 
Sacks D, Kamhawi S: Molecular aspects of parasite-vector and vector-host interactions in 
leishmaniasis. Annu Rev Microbiol 2001, 55:453-483. 
 
Sacks DL: Leishmania–sand fly interactions controlling species-specific vector competence. 
Cell Microbiol 2001, 3(4):189-196. 
 
Schlein Y, Warburg A: Phtophagy and the feeding cycle of Phlebotomus papatasi (Diptera: 
Psychodidae) under experimental conditions. J Med Entomol 1986, 23(1):11-15. 
 
Schooley DA, Judy KJ, Bergot BJ, Hall MS, Siddall JB: Biosynthesis of the Juvenile 
Hormones of Manduca sexta: Labeling Pattern from Mevalonate, Propionate, and 
Acetate. Proceedings of the National Academy of Sciences 1973, 70(10):2921-2925. 
 
Schuler MA: The role of cytochrome P450 monooxygenases in plant-insect interactions. 
Plant Physiol 1996, 112(4):1411. 
 
Sen SE, Trobaugh C, Béliveau C, Richard T, Cusson M: Cloning, expression and 
characterization of a dipteran farnesyl diphosphate synthase. Insect Biochem Mol Biol 
2007, 37(11):1198-1206. 
 
Seybold S, Huber DW, Lee J, Graves A, Bohlmann J: Pine monoterpenes and pine bark 
beetles: a marriage of convenience for defense and chemical communication. 
Phytochem Rev 2006, 5(1):143-178. 
 
44 
 
Seybold SJ, Bohlmann J, Raffa KF: Biosynthesis of coniferophagous bark beetle pheromones 
and conifer isoprenoids: evolutionary prespective and sunthesis. The Canadian 
Entomologist 2000, 132(06):697-753. 
 
Seybold SJ, Quilici DR, Tillman JA, Vanderwel D, Wood DL, Blomquist GJ: De novo 
biosynthesis of the aggregation pheromone components ipsenol and ipsdienol by the 
pine bark beetles Ips paraconfusus Lanier and Ips pini (Say) (Coleoptera: Scolytidae). 
Proceedings of the National Academy of Sciences 1995, 92(18):8393-8397. 
 
Shimabukuro PHF: Chave de identificação ilustrada dos Phlebotominae (Diptera, 
Psychodidae) do Estado de São Paulo. São Paulo 
Secretaria de Estado da Saúde de São Paulo; 2007. 
 
Silverstein R, Young J: Insects generally use multicomponent pheromones. In: Pest 
management with Insect Sex Attractants and Other Behavior-Controlling Chemicals. 
ACS Symposium. Edited by Beroza M, vol. Series No 23. 
. Washington D.C. 1976: 1-29. 
 
Simpson SJ, Raubenheimer D: The geometric analysis of nutrient-allelochemical interactions: 
a case study using locusts. Ecology 2001, 82(2):422-439. 
 
Souza NA, A. A-CC, Vigoder FM, Ward RD, Peixoto AA: Reproductive isolation between 
sympatric and allopatric Brazilian populations of Lutzomyia longipalpis s.l. (Diptera: 
Psychodidae). Mem Osw Cruz 2008, 110(2):216-219. 
 
Souza NA, Vigoder FM, Araki AS, Ward RD, Kyriacou CP, Peixoto AA: Analysis of the 
Copulatory Courtship Songs of Lutzomyia longipalpis in Six Populations from Brazil. 
J Med Entomol 2004, 41(5):906-913. 
 
Souza NA, Ward RD, Hamilton JGC, Kyriacou CP, Peixoto AA: Copulation songs in three 
siblings of Lutzomyia longipalpis (Diptera: Psychodidae). Trans R Soc Trop Med Hyg 
2002, 96(1):102-103. 
 
Spiegel CN, Batista-Pereira LG, Bretas JAC, Eiras ÁE, Hooper AM, Pelxoto AA, Soares MJ: 
Pheromone Gland Development and Pheromone Production in Lutzomyia longipalpis 
(Diptera: Psychodidae: Phlebotominae). J Med Entomol  2011, 48(3):489-495. 
 
Spiegel CN, Brazil RP, Soares MJ: Ultrastructure of male sex pheromone glands in 
abdominal tergites of five Lutzomyia sandfly species (Diptera: Psychodidae). 
Arthropod Struct Dev 2002, 30(3):219-227. 
 
Spiegel CN, Brazil RP, Soares MJ: Ultrastructural cytochemistry of the sex pheromone 
glands of Lutzomyia cruzi male sand flies (Diptera: Psychodidae: Phlebotominae). 
Arthropod Struct Dev 2004, 33(4):399-404. 
 
Starai VJ, Celic I, Cole RN, Boeke JD, Escalante-Semerena JC: Sir2-Dependent Activation 
of Acetyl-CoA Synthetase by Deacetylation of Active Lysine. Science 2002, 
298(5602):2390-2392. 
45 
 
 
Steiger S, Schmitt T, Schaefer HM: The origin and dynamic evolution of chemical 
information transfer. Proceedings of the Royal Society B: Biological Sciences 2011, 
278(1708):970-979. 
 
Strandh M, Johansson T, Ahrén D, Löfstedt C: Transcriptional analysis of the pheromone 
gland of the turnip moth, Agrotis segetum (Noctuidae), reveals candidate genes 
involved in pheromone production. Insect Mol Biol 2008, 17(1):73-85. 
 
Szklarczyk D, Franceschini A, Kuhn M, Simonovic M, Roth A, Minguez P, Doerks T, Stark 
M, Muller J, Bork P et al: The STRING database in 2011: functional interaction 
networks of proteins, globally integrated and scored. Nucleic Acids Res 2011, 
39(suppl 1):D561-D568. 
 
Taban AH, Fu J, Blake J, Awano A, Tittiger C, Blomquist GJ: Site of pheromone 
biosynthesis and isolation of HMG-CoA reductase cDNA in the cotton boll weevil, 
Anthonomus grandis. Arch Insect Biochem Physiol 2006, 62(4):153-163. 
 
Taban AH, Tittiger C, Blomquist GJ, Welch WH: Isolation and characterization of farnesyl 
diphosphate synthase from the cotton boll weevil, Anthonomus grandis. Arch Insect 
Biochem Physiol 2009, 71(2):88-104. 
 
Tashiro T, Bando M, Mori K: Pheromone Synthesis, CCVIII: Synthesis of (1S, 3S, 7R)-3-
Methyl-α-himachalene, the Sex Pheromone of the Sandfly Lutzomyia longipalpis 
from Jacobina, Brazil. Synthesis 2000, 13:1852-1862. 
 
Theodor O: On the classification of American Phlebotominae. J Med Entomol 1965, 
2(2):171-197. 
 
Tillman JA, Holbrook GL, Dallara PL, Schal C, Wood DL, Blomquist GJ, Seybold SJ: 
Endocrine regulation of de novo aggregation pheromone biosynthesis in the pine 
engraver, Ips pini (Say) (Coleoptera: Scolytidae). Insect Biochemistry and Molecular 
Biology 1998, 28(9):705-715. 
 
Tillman JA, Holbrook GL, Dallara PL, Schal C, Wood DL, Blomquist GJ, Seybold SJ: 
Endocrine regulation of de novo aggregation pheromone biosynthesis in the pine 
engraver, Ips pini (Say)(Coleoptera: Scolytidae). Insect Biochem Mol Biol 1998, 
28(9):705-715. 
 
Tillman JA, Seybold SJ, Jurenka RA, Blomquist GJ: Insect pheromones--an overview of 
biosynthesis and endocrine regulation. Insect Biochem Mol Biol 1999, 29(6):481-514. 
 
Valenzuela JG, Pham VM, Garfield MK, Francischetti IMB, Ribeiro JMC: Toward a 
description of the sialome of the adult female mosquito Aedes aegypti. Insect 
Biochem Mol Biol 2002, 32(9):1101-1122. 
 
Vandermoten S, Santini S, Haubruge E, Heuze F, Francis F, Brasseur R, Cusson M, 
Charloteaux B: Structural features conferring dual geranyl/farnesyl diphosphate 
46 
 
synthase activity to an aphid prenyltransferase. Insect Biochem Mol Biol 2009b, 
39(10):707-716. 
 
Vanderwel D: Factors affecting pheromone production in beetles. Arch Insect Biochem 
Physiol 1994, 25(4):347-362. 
 
Verpoorte R: Secondary metabolism. In: Metabolic engineering of plant secondary 
metabolism. Edited by Verpoorte R, Alfermann A. The Netherlands: Kluwer 
Academic Publishers; 2000: 1-29. 
 
Vigoder FM, Araki AS, Bauzer LG, Souza NA, Brazil RP, Peixoto AA: Lovesongs and 
period gene polymorphisms indicate Lutzomyia cruzi (Mangabeira, 1938) as a sibling 
species of the Lutzomyia longipalpis (Lutz and Neiva, 1912) complex. Infect Genet 
Evol 2010, 10(6):734-739. 
 
Vigoder FM, Araki AS, Bauzer LGSR, Souza NA, Brazil RP, Peixoto AA: Lovesongs and 
period gene polymorphisms indicate Lutzomyia cruzi (Mangabeira, 1938) as a sibling 
species of the Lutzomyia longipalpis (Lutz and Neiva, 1912) complex. Infect, Genet 
Evol 2010, 10(6):734-739. 
 
Vogel H, Heidel AJ, Heckel DG, Groot AT: Transcriptome analysis of the sex pheromone 
gland of the noctuid moth Heliothis virescens. BMC Genomics 2010, 11:29. 
 
Vogt RG: Molecular basis of pheromone detection in insects. In: Comprehensive insect 
physiology, biochemistry, pharmacology and molecular biology. Edited by Gilbert L, 
S L, S G, vol. 3. London 2005: 753-804. 
 
Wadleigh RW, Yu SJ: Glutathione transferase activity of fall armyworm larvae toward α, β-
unsaturated carbonyl allelochemicals and its induction by allelochemicals. Insect 
Biochem 1987, 17(5):759-764. 
 
Wanner KW, Willis LG, Theilmann DA, Isman MB, Feng Q, Plettner E: Analysis of the 
insect os-d-like gene family. J Chem Ecol 2004, 30(5):889-911. 
 
Warburg A, Faiman R: Research priorities for the control of phlebotomine sand flies. J 
Vector Ecol 2011, 36:S10-S16. 
 
Ward R, Morton I, Lancaster V, Smith P, Swift A: Bioassays as an indicator of pheromone 
communication in Lutzomyia longipalpis (Diptera: Psychodidae). In: Leishmaniasis: 
The current status and new strategies for control. NATO ASI Series A: Life Science 
Edited by Hart DT, vol. 163. New York: Springer; 1989: 239-247. 
 
Ward R, Phillips A, Burnet B, Marcondes C: The Lutzomyia longipalpis complex: 
reproduction and distribution. In: Biosystematics of Haematophagous Insects. Edited 
by MW S. Oxford Oxford University Press; 1988: 258-269. 
 
Ward RD, Ribeiro AL, Ready PD, Murtagh A: Reproductive isolation between different 
forms of Lutzomyia longipalpis (Lutz & Neiva),(Diptera: Psychodidae), the vector of 
47 
 
Leishmania donovani chagasi Cunha & Chagas and its significance to kala-azar 
distribution in South America. Mem Inst Oswaldo Cruz 1983, 78(3):269-280. 
 
Watts PC, Hamilton JG, Ward RD, Noyes HA, Souza NA, Kemp SJ, Feliciangeli MD, Brazil 
R, Maingon RD: Male sex pheromones and the phylogeographic structure of the 
Lutzomyia longipalpis species complex (Diptera: Psychodidae) from Brazil and 
Venezuela. Am J Trop Med Hyg 2005, 73(4):734-743. 
 
Wen Z, Pan L, Berenbaum MR, Schuler MA: Metabolism of linear and angular 
furanocoumarins by Papilio polyxenes CYP6B1 co-expressed with NADPH 
cytochrome P450 reductase. Insect Biochem Mol Biol 2003, 33(9):937-947. 
 
Whitman D: Allelochemical interactions among plants, herbivores, and their predators. Novel 
Aspects of Insect–Plant Interactions 1988:207-248. 
 
Wicker-Thomas C: Pheromonal communication involved in courtship behavior in Diptera. J 
Insect Physiol 2007, 53(11):1089-1100. 
 
Wilson EO, Bossert WH: Chemical communication among animals. Recent Prog Horm Res 
1963, 19:673. 
 
Witzgall P, Kirsch P, Cork A: Sex pheromones and their impact on pest management. J Chem 
Ecol 2010, 36(1):80-100. 
 
Wyatt TD: Pheromones and animal behaviour: communication by smell and taste: Cambridge 
University Press; 2003. 
 
Young DG, Duncan MA: Guide to the identification and geographic distribution of 
Lutzomyia sand flies in Mexico, the West Indies, Central and South America 
(Diptera: Psychodidae). Mem Am Entomol Inst 1994(54). 
 
Zhang A, Robbins PS, Leal WS, Linn CE, Villani MG, Roelofs WL: Essential amino acid 
methyl esters: major sex pheromone components of the cranberry white grub, 
Phyllophaga anxia (Coleoptera: Scarabaeidae). J Chem Ecol 1997, 23(1):231-245. 
 
Zhang Y-L, Li Z-X: Functional analysis and molecular docking identify two active short-
chain prenyltransferases in the green peach aphid, Myzus persicae. Arch Insect 
Biochem Physiol 2012, 81(2):63-76. 
 
Zhou JJ, Kan Y, Antoniw J, Pickett JA, Field LM: Genome and EST analyses and expression 
of a gene family with putative functions in insect chemoreception. Chem Senses 2006, 
31(5):453-465.