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THE ROLE OF REACTIVE OXYGEN SPECIES IN ANOPHELES AQUASALIS RESPONSE TO PLASMODIUM VIVAX INFECTION
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Fundação Oswaldo Cruz. Instituto Oswaldo Cruz. Laboratório Laboratório de Biologia Molecular de Parasitas e Vetores. Rio de Janeiro, RJ, Brasil.
Universidade Federal do Rio de Janeiro. Programa de Biologia Molecular e Biotecnologia. Instituto de Bioquímica Médica. Laboratório de Bioquímica de Artrópodes Hematófagos. Rio de Janeiro, RJ, Brasil.
Fundação Oswaldo Cruz. Instituto Oswaldo Cruz. Laboratório de Biologia Molecular de Parasitas e Vetores. Rio de Janeiro, RJ, Brasil.
Instituto René Rachou. Laboratório de Entomologia Médica. Belo Horizonte, MG, Brasil.
Fundação Oswaldo Cruz. Instituto Oswaldo Cruz.Laboratório de Fisiologia e Controle de Artrópodes Vetores. Rio de Janeiro, RJ, Brasil.
Fundação Oswaldo Cruz. Centro de Pesquisa Leônidas & Maria Deane. Laboratório de Biodiversidade em Saúde. Manaus, AM, Brasil.
Fundação de Medicina Tropical Dr. Heitor Vieira Dourado. Manaus, AM, Brasil.
Universidade Federal do Rio de Janeiro. Programa de Biologia Molecular e Biotecnologia. Instituto de Bioquímica Médica. Laboratório de Bioquímica de Artrópodes Hematófagos. Rio de Janeiro, RJ, Brasil / Instituto Nacional de Ciência e Tecnologia em Entomologia Molecular. Rio de Janeiro, Brasil.
Fundação Oswaldo Cruz. Instituto Oswaldo Cruz. Laboratório de Biologia Molecular de Parasitas e Vetores. Rio de Janeiro, RJ, Brasil.
Instituto René Rachou. Laboratório de Entomologia Médica. Belo Horizonte, MG, Brasil.
Universidade Federal do Rio de Janeiro. Programa de Biologia Molecular e Biotecnologia. Instituto de Bioquímica Médica. Laboratório de Bioquímica de Artrópodes Hematófagos. Rio de Janeiro, RJ, Brasil.
Fundação Oswaldo Cruz. Instituto Oswaldo Cruz. Laboratório de Biologia Molecular de Parasitas e Vetores. Rio de Janeiro, RJ, Brasil.
Instituto René Rachou. Laboratório de Entomologia Médica. Belo Horizonte, MG, Brasil.
Fundação Oswaldo Cruz. Instituto Oswaldo Cruz.Laboratório de Fisiologia e Controle de Artrópodes Vetores. Rio de Janeiro, RJ, Brasil.
Fundação Oswaldo Cruz. Centro de Pesquisa Leônidas & Maria Deane. Laboratório de Biodiversidade em Saúde. Manaus, AM, Brasil.
Fundação de Medicina Tropical Dr. Heitor Vieira Dourado. Manaus, AM, Brasil.
Universidade Federal do Rio de Janeiro. Programa de Biologia Molecular e Biotecnologia. Instituto de Bioquímica Médica. Laboratório de Bioquímica de Artrópodes Hematófagos. Rio de Janeiro, RJ, Brasil / Instituto Nacional de Ciência e Tecnologia em Entomologia Molecular. Rio de Janeiro, Brasil.
Fundação Oswaldo Cruz. Instituto Oswaldo Cruz. Laboratório de Biologia Molecular de Parasitas e Vetores. Rio de Janeiro, RJ, Brasil.
Instituto René Rachou. Laboratório de Entomologia Médica. Belo Horizonte, MG, Brasil.
Abstract
Malaria affects millions of people worldwide and hundreds of thousands of people each year in Brazil. The mosquito
Anopheles aquasalis is an important vector of Plasmodium vivax, the main human malaria parasite in the Americas. Reactive
oxygen species (ROS) have been shown to have a role in insect innate immune responses as a potent pathogen-killing
agent. We investigated the mechanisms of free radicals modulation after A. aquasalis infection with P. vivax. ROS
metabolism was evaluated in the vector by studying expression and activity of three key detoxification enzymes, one
catalase and two superoxide dismutases (SOD3A and SOD3B). Also, the involvement of free radicals in the mosquito
immunity was measured by silencing the catalase gene followed by infection of A. aquasalis with P. vivax. Catalase, SOD3A
and SOD3B expression in whole A. aquasalis were at the same levels of controls at 24 h and upregulated 36 h after
ingestion of blood containing P. vivax. However, in the insect isolated midgut, the mRNA for these enzymes was not
regulated by P. vivax infection, while catalase activity was reduced 24 h after the infectious meal. RNAi-mediated silencing
of catalase reduced enzyme activity in the midgut, resulted in increased P. vivax infection and prevalence, and decreased
bacterial load in the mosquito midgut. Our findings suggest that the interactions between A. aquasalis and P. vivax do not
follow the model of ROS-induced parasite killing. It appears that P. vivax manipulates the mosquito detoxification system in
order to allow its own development. This can be an indirect effect of fewer competitive bacteria present in the mosquito
midgut caused by the increase of ROS after catalase silencing. These findings provide novel information on unique aspects
of the main malaria parasite in the Americas interaction with one of its natural vectors.
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