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COMPARATIVE ANTIFUNGAL SUSCEPTIBILITY ANALYSES OF CRYPTOCOCCUS NEOFORMANS VNI AND CRYPTOCOCCUS GATTII VGII FROM THE BRAZILIAN AMAZON REGION BY THE ETEST, VITEK 2, AND THE CLINICAL AND LABORATORY STANDARDS INSTITUTE BROTH MICRODILUTION METHODS
Author
Nishikawa, Marília Martins
Almeida-Paes, Rodrigo
Brito-Santos, Fabio
Nascimento, Carlos Roberto
Fialho, Miguel Madi
Trilles, Luciana
Morales, Bernadina Penarrieta
Silva, Sérgio Alves da
Santos, Wallace
Santos, Lucilaide Oliveira
Fortes, Silvana Tulio
Cardarelli-Leite, Paola
Lázera, Márcia dos Santos
Almeida-Paes, Rodrigo
Brito-Santos, Fabio
Nascimento, Carlos Roberto
Fialho, Miguel Madi
Trilles, Luciana
Morales, Bernadina Penarrieta
Silva, Sérgio Alves da
Santos, Wallace
Santos, Lucilaide Oliveira
Fortes, Silvana Tulio
Cardarelli-Leite, Paola
Lázera, Márcia dos Santos
Affilliation
Fundação Oswaldo Cruz. Instituto Nacional de Controle de Qualidade em Saúde. Setor de Fungos de Referência. Rio de Janeiro, RJ, Brasil.
Fundação Oswaldo Cruz. Instituto Nacional de Infectologia Evandro Chagas. Laboratório de Micologia. Rio de Janeiro, RJ, Brasil.
Fundação Oswaldo Cruz. Instituto Nacional de Infectologia Evandro Chagas. Laboratório de Micologia. Rio de Janeiro, RJ, Brasil.
Fundação Oswaldo Cruz. Instituto Nacional de Controle de Qualidade em Saúde. Setor de Fungos de Referência. Rio de Janeiro, RJ, Brasil.
Fundação Oswaldo Cruz. Instituto Nacional de Controle de Qualidade em Saúde. Setor de Fungos de Referência. Rio de Janeiro, RJ, Brasil.
Fundação Oswaldo Cruz. Instituto Nacional de Infectologia Evandro Chagas. Laboratório de Micologia. Rio de Janeiro, RJ, Brasil.
Fundação Oswaldo Cruz. Instituto Nacional de Infectologia Evandro Chagas. Laboratório de Micologia. Rio de Janeiro, RJ, Brasil.
Fundação Oswaldo Cruz. Instituto Nacional de Controle de Qualidade em Saúde. Quality Management Board. Rio de Janeiro, RJ, Brasil.
Federal University of Para. Department of Pharmacy. Belém, PA, Brazil.
Tropical Medicine Foundation of Dr. Heitor Vieira Dourado. Manaus, AM, Brazil.
Federal University of Roraima. Biodiversity Research Centre. Boa Vista, RR, Brazil.
Fundação Oswaldo Cruz. Instituto Nacional de Controle de Qualidade em Saúde. Setor de Biologia Molecular. Rio de Janeiro, RJ, Brasil.
Fundação Oswaldo Cruz. Instituto Nacional de Infectologia Evandro Chagas. Laboratório de Micologia. Rio de Janeiro, RJ, Brasil.
Fundação Oswaldo Cruz. Instituto Nacional de Infectologia Evandro Chagas. Laboratório de Micologia. Rio de Janeiro, RJ, Brasil.
Fundação Oswaldo Cruz. Instituto Nacional de Infectologia Evandro Chagas. Laboratório de Micologia. Rio de Janeiro, RJ, Brasil.
Fundação Oswaldo Cruz. Instituto Nacional de Controle de Qualidade em Saúde. Setor de Fungos de Referência. Rio de Janeiro, RJ, Brasil.
Fundação Oswaldo Cruz. Instituto Nacional de Controle de Qualidade em Saúde. Setor de Fungos de Referência. Rio de Janeiro, RJ, Brasil.
Fundação Oswaldo Cruz. Instituto Nacional de Infectologia Evandro Chagas. Laboratório de Micologia. Rio de Janeiro, RJ, Brasil.
Fundação Oswaldo Cruz. Instituto Nacional de Infectologia Evandro Chagas. Laboratório de Micologia. Rio de Janeiro, RJ, Brasil.
Fundação Oswaldo Cruz. Instituto Nacional de Controle de Qualidade em Saúde. Quality Management Board. Rio de Janeiro, RJ, Brasil.
Federal University of Para. Department of Pharmacy. Belém, PA, Brazil.
Tropical Medicine Foundation of Dr. Heitor Vieira Dourado. Manaus, AM, Brazil.
Federal University of Roraima. Biodiversity Research Centre. Boa Vista, RR, Brazil.
Fundação Oswaldo Cruz. Instituto Nacional de Controle de Qualidade em Saúde. Setor de Biologia Molecular. Rio de Janeiro, RJ, Brasil.
Fundação Oswaldo Cruz. Instituto Nacional de Infectologia Evandro Chagas. Laboratório de Micologia. Rio de Janeiro, RJ, Brasil.
Abstract
Early diagnosis, efficient clinical support, and proper antifungal therapy are essential to reduce death and sequels caused by cryptococcosis. The emergence of resistance to the antifungal drugs commonly used for cryptococcosis treatment is an important issue of concern. Thus, the in vitro antifungal susceptibility of clinical strains from northern Brazil, including C. neoformans VNI (n = 62) and C. gattii VGII (n = 37), to amphotericin B (AMB), 5-flucytosine, fluconazole, voriconazole, and itraconazole was evaluated using the Etest and Vitek 2 systems and the standardized broth microdilution (CLSI-BMD) methodology. According to the CLSI-BMD, the most active in vitro azole was voriconazole (C. neoformans VNI modal MIC of 0.06 μg/ml and C. gattii VGII modal MIC of 0.25 μg/ml), and fluconazole was the least active (modal MIC of 4 μg/ml for both fungi). Modal MICs for amphotericin B were 1 μg/ml for both fungi. In general, good essential agreement (EA) values were observed between the methods. However, AMB presented the lowest EA between CLSI-BMD and Etest for C. neoformans VNI and C. gattii VGII (1.6% and 2.56%, respectively, P < .05 for both). Considering the proposed Cryptococcus spp. epidemiological cutoff values, more than 97% of the studied isolates were categorized as wild-type for the azoles. However, the high frequency of C. neoformans VNI isolates in the population described here that displayed non-wild-type susceptibility to AMB is noteworthy. Epidemiological surveillance of the antifungal resistance of cryptococcal strains is relevant due to the potential burden and the high lethality of cryptococcal meningitis in the Amazon region.
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