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https://www.arca.fiocruz.br/handle/icict/8154
EVALUATING THE ACCURACY OF MOLECULAR DIAGNOSTIC TESTING FOR CANINE VISCERAL LEISHMANIASIS USING LATENT CLASS ANALYSIS
Author
Solcà, Manuela da Silva
Bastos, Leila Andrade
Guedes, Carlos Eduardo Sampaio
Bordoni, Marcelo
Borja, Lairton Souza
Larangeira, Daniela Farias
Tuy, Pétala Gardênia da Silva Estrela
Amorim, Leila Denise Alves Ferreira
Nascimento, Eliane Gomes
Oliveira, Geraldo Gileno de Sá
dosSantos, Washington Luis Conrado
Fraga, Deborah Bittencourt Mothé
Veras, Patrícia Sampaio Tavares
Bastos, Leila Andrade
Guedes, Carlos Eduardo Sampaio
Bordoni, Marcelo
Borja, Lairton Souza
Larangeira, Daniela Farias
Tuy, Pétala Gardênia da Silva Estrela
Amorim, Leila Denise Alves Ferreira
Nascimento, Eliane Gomes
Oliveira, Geraldo Gileno de Sá
dosSantos, Washington Luis Conrado
Fraga, Deborah Bittencourt Mothé
Veras, Patrícia Sampaio Tavares
Affilliation
Fundação Oswaldo Cruz. Centro de Pesquisa Gonçalo Moniz. Laboratório de Patologia e Biointervenção. Salvador, BA, Brasil
Fundação Oswaldo Cruz. Centro de Pesquisa Gonçalo Moniz. Laboratório de Patologia e Biointervenção. Salvador, BA, Brasil
Fundação Oswaldo Cruz. Centro de Pesquisa Gonçalo Moniz. Laboratório de Patologia e Biointervenção. Salvador, BA, Brasil
Fundação Oswaldo Cruz. Centro de Pesquisa Gonçalo Moniz. Laboratório de Patologia e Biointervenção. Salvador, BA, Brasil
Fundação Oswaldo Cruz. Centro de Pesquisa Gonçalo Moniz. Laboratório de Patologia e Biointervenção. Salvador, BA, Brasil
Fundação Oswaldo Cruz. Centro de Pesquisa Gonçalo Moniz. Laboratório de Patologia e Biointervenção. Salvador, BA, Brasil / Universidade Federal da Bahia. Escola de Medicina Veterinária. Salvador, BA, Brasil
Universidade Federal da Bahia. Instituto de Matemática. Departamento de Estatística. Salvador, BA, Brasil
Universidade Federal da Bahia. Instituto de Matemática. Departamento de Estatística. Salvador, BA, Brasil
Centro de Referência em Doenças Endêmicas Pirajá da Silva - PIEJ. Jequié, BA, Brasil
Fundação Oswaldo Cruz. Centro de Pesquisa Gonçalo Moniz. Laboratório de Patologia e Biointervenção. Salvador, BA, Brasil / Instituto Nacional de Ciência e Tecnologia em Doenças Tropicais - INCT - DT. Salvador, BA, Brasil
Fundação Oswaldo Cruz. Centro de Pesquisa Gonçalo Moniz. Laboratório de Patologia e Biointervenção. Salvador, BA, Brasil / Instituto Nacional de Ciência e Tecnologia em Doenças Tropicais - INCT - DT. Salvador, BA, Brasil
Fundação Oswaldo Cruz. Centro de Pesquisa Gonçalo Moniz. Laboratório de Patologia e Biointervenção. Salvador, BA, Brasil / Universidade Federal da Bahia. Escola de Medicina Veterinária. Salvador, BA, Brasil / Instituto Nacional de Ciência e Tecnologia em Doenças Tropicais - INCT - DT. Salvador, BA, Brasil
Fundação Oswaldo Cruz. Centro de Pesquisa Gonçalo Moniz. Laboratório de Patologia e Biointervenção. Salvador, BA, Brasil / Instituto Nacional de Ciência e Tecnologia em Doenças Tropicais - INCT - DT. Salvador, BA, Brasil
Fundação Oswaldo Cruz. Centro de Pesquisa Gonçalo Moniz. Laboratório de Patologia e Biointervenção. Salvador, BA, Brasil
Fundação Oswaldo Cruz. Centro de Pesquisa Gonçalo Moniz. Laboratório de Patologia e Biointervenção. Salvador, BA, Brasil
Fundação Oswaldo Cruz. Centro de Pesquisa Gonçalo Moniz. Laboratório de Patologia e Biointervenção. Salvador, BA, Brasil
Fundação Oswaldo Cruz. Centro de Pesquisa Gonçalo Moniz. Laboratório de Patologia e Biointervenção. Salvador, BA, Brasil
Fundação Oswaldo Cruz. Centro de Pesquisa Gonçalo Moniz. Laboratório de Patologia e Biointervenção. Salvador, BA, Brasil / Universidade Federal da Bahia. Escola de Medicina Veterinária. Salvador, BA, Brasil
Universidade Federal da Bahia. Instituto de Matemática. Departamento de Estatística. Salvador, BA, Brasil
Universidade Federal da Bahia. Instituto de Matemática. Departamento de Estatística. Salvador, BA, Brasil
Centro de Referência em Doenças Endêmicas Pirajá da Silva - PIEJ. Jequié, BA, Brasil
Fundação Oswaldo Cruz. Centro de Pesquisa Gonçalo Moniz. Laboratório de Patologia e Biointervenção. Salvador, BA, Brasil / Instituto Nacional de Ciência e Tecnologia em Doenças Tropicais - INCT - DT. Salvador, BA, Brasil
Fundação Oswaldo Cruz. Centro de Pesquisa Gonçalo Moniz. Laboratório de Patologia e Biointervenção. Salvador, BA, Brasil / Instituto Nacional de Ciência e Tecnologia em Doenças Tropicais - INCT - DT. Salvador, BA, Brasil
Fundação Oswaldo Cruz. Centro de Pesquisa Gonçalo Moniz. Laboratório de Patologia e Biointervenção. Salvador, BA, Brasil / Universidade Federal da Bahia. Escola de Medicina Veterinária. Salvador, BA, Brasil / Instituto Nacional de Ciência e Tecnologia em Doenças Tropicais - INCT - DT. Salvador, BA, Brasil
Fundação Oswaldo Cruz. Centro de Pesquisa Gonçalo Moniz. Laboratório de Patologia e Biointervenção. Salvador, BA, Brasil / Instituto Nacional de Ciência e Tecnologia em Doenças Tropicais - INCT - DT. Salvador, BA, Brasil
Abstract
Host tissues affected by Leishmania infantum have differing degrees of parasitism. Previously, the use of different biological
tissues to detect L. infantum DNA in dogs has provided variable results. The present study was conducted to evaluate the
accuracy of molecular diagnostic testing (qPCR) in dogs from an endemic area for canine visceral leishmaniasis (CVL) by
determining which tissue type provided the highest rate of parasite DNA detection. Fifty-one symptomatic dogs were
tested for CVL using serological, parasitological and molecular methods. Latent class analysis (LCA) was performed for
accuracy evaluation of these methods. qPCR detected parasite DNA in 100% of these animals from at least one of the
following tissues: splenic and bone marrow aspirates, lymph node and skin fragments, blood and conjunctival swabs. Using
latent variable as gold standard, the qPCR achieved a sensitivity of 95.8% (CI 90.4–100) in splenic aspirate; 79.2% (CI 68–90.3)
in lymph nodes; 77.3% (CI 64.5–90.1) in skin; 75% (CI 63.1–86.9) in blood; 50% (CI 30–70) in bone marrow; 37.5% (CI 24.2–
50.8) in left-eye; and 29.2% (CI 16.7–41.6) in right-eye conjunctival swabs. The accuracy of qPCR using splenic aspirates was
further evaluated in a random larger sample (n = 800), collected from dogs during a prevalence study. The specificity
achieved by qPCR was 76.7% (CI 73.7–79.6) for splenic aspirates obtained from the greater sample. The sensitivity
accomplished by this technique was 95% (CI 93.5–96.5) that was higher than those obtained for the other diagnostic tests
and was similar to that observed in the smaller sampling study. This confirms that the splenic aspirate is the most effective
type of tissue for detecting L. infantum infection. Additionally, we demonstrated that LCA could be used to generate a
suitable gold standard for comparative CVL testing.
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